-
GLOSSAIRE
613
- A.D.N.
- ABA
- ABATOL
- ABATOUL
- ABATTIS
- ABAXIAL
- ABERRANT
- ABIÉTAIE
- ABIOTIQUE
- ABLASTIE
- ABORIGÈNE
- ABORNEMENT
- ABORTIF
- ABREVIE
- ABRICOT
- ABRUPT
- ABRUPTEMENT
- ABRUPTINERVÉ
- ABRUPTIPENNÉE
- ABSCISE
- ABSCISSE
- ABSCISSION
- ABSCISSIQUE (ACIDE)
- ABSORBANT
- ABYSSALE
- ABYSSE
- ACAHUAL
- ACALICALE
- ACALICULÉ
- ACANTHAIRE
- ACANTHÉ
- ACANTHOCARPE
- ACANTHOCLADE
- ACANTHOPHORE
- ACANTHOPODE
- ACAROCÉCIDIES
- ACAULE
- ACAULESCENT
- ACCESCENT
- ACCOMMODAT
- ACÉTYLCHOLINE
- ACÉTYLE
- ACICULE
- ACIDE ASCORBIQUE
- ACRONYMIE
- ACROTONIE
- ACTINOMORPHE
- ACTINOPODA
- ACUMINE
- ADAXIAL
- ADENOCARCINOME
- ADN ribosomique
- ADULTE (FEUILLE)
- ADVENTICE
- AÉROBIE
- AÉROHALIN
- Aesculus hippocastanum « Paras
- AGAMOSPERMIE
- AGAMOSPERMIE GAMETOPHYTE
- AGAMOSPERMIE SPOROPHYTIQUE
- AGENT PHYTOPATHOGENE
- AIGUILLON
- AKÈNE
- ALBUMEN
- ALCALOÏDE
- ALCALOÏDE PYRROLIZIDINIQUE
- ALCALOÏDE TROPANIQUE
- ALLANTOÏNE
- ALLELE
- ALLERGENE
- ALLERGENICITER
- ALUMINOSILICATE
- AMIBOÏDE
- AMIDON
- AMINE
- AMOEBOZOA
- AMPHIBIA
- AMPHIHALIN
- AMPHITONIE
- AMPHITROPE
- AMPHIXÉNOSE
- AMYLACE
- ANABIOSE
- ANAÉROBIE
- ANAPHASE
- ANASTOMOSE
- ANATROPE
- ANDROCEE
- ANDROMONOIQUE
- ANEMOGAME
- ANGIOSPERME
- ANION
- ANISOCLADIE
- ANISOCYTIQUE
- ANISOPHYLLIE
- ANOMOCYTIQUE
- ANTERIEUR
- ANTHERE
- ANTHOCEROTOPHYTA
- ANTHOPHYTE
- ANTHROPISÉ
- ANTHROPOZOONOSE
- ANTICHOLINERGIQUE
- ANTIGÈNE
- APANAGE
- APEIRON
- APERTURE
- APEX
- APICAL
- APICULE
- APOMIXIES
- APOSÉMATISME
- APOSPORIE
- APPRESSORIA
- ARABINOSE
- ARCHAEA
- ARCHAEPLASTIDA
- ARCHÉGONE
- ARILLE
- ARTHROPODA – ARTHROPODE
- ASCOMYCÈTE
- ASYMÉTRIE
- ATOME
- ATYPIQUE
- AUTOGAME
- AUTOGAMIE
- AUTOHÉMORRHÉE
- AUTOÏQUE
- AUTOSOME
- AUTOTROPHE
- AUTOTROPHIE
- AVOCYTE
- AXILLAIRE
- AXONÈME
- AZOLE
- BACILLE – FORME
- BACTÉRIE
- BACTÉRIOCÉCIDIES
- BAIE
- BASALTE
- BASALTIQUE
- BASILAIRE
- BASITONIE
- BIFACIALE
- BIFLAGELLÉ
- BIOCHIMIE
- BIODIVERSITÉ
- BIOLOGIE
- BIOMINÉRALISATION
- BIOSPHÈRE
- BIOTOPE
- BIOTROPHIQUE
- BIOVAR
- BIVOLTINE
- BOCAGE
- BORE
- BOTANIQUE
- BRACTEE
- BROME
- BRYOPHYTA
- BRYOPHYTE
- CABOSSE
- CADUCIFOLIÉE
- CAECOTROPHIE
- CALCIUM
- CALICE
- CAMBIUM
- CAMBRIEN
- CAMPYLOTROPE
- CANALICULE
- CAPSULE
- CARPELLE
- CARPOPHORE
- CARYOCINÈSE
- CARYOPSE
- CARYOTYPE
- CASÉINE
- CATION
- CAULINAIRE
- CÉCIDIE
- CÉCIDOGÈNE
- CELLULE (biologie)
- CELLULE GERMINALE
- CELLULE SOMATIQUE
- CELLULOLYTIQUE
- CELLULOSE
- CEMAGREF - INSTITUT NATIONAL DE RECHERCHE EN SCIENCES ET TECHNOLOGIES POUR L'ENVIRONNEMENT ET L'AGRICULTURE
- CENOZOÏQUE
- CENTROMÈRE
- CESPITEUX
- CHAMAEPHYTE
- CHAROPHYTE
- CHAZALE
- CHÉLATION
- CHÊNAIE
- CHIMIOSYNTHESE
- CHIMIOTACTIQUE
- CHIMIOTAXIE
- CHIMIOTROPHE
- CHIMIOTROPHIE
- CHITINE
- CHLORE
- CHLORENCHYME
- CHLOROBIONTA – CHLOROBIONTE
- CHLOROPHYLLE
- CHLOROPHYTA
- CHLOROPLASTE
- CHLOROTIQUE
- CHROMATIDES
- CHROMATINE
- CHROME
- CHROMISTA
- CHROMOSOME
- CHRYSALIDE
- CILIOPHORA
- CIRCINOTROPE
- CIRCULATION THERMOHALINE
- CISGÉNIQUE
- CITRIFORME
- CLADE
- CLADOGENÈSE
- CLASSE - BIOLOGIE
- CLASSIFICATION
- CLASSIFICATION CLASSIQUE
- CLASSIFICATION DE RAUNKIER
- CLASSIFICATION PHYLOGÉNÉTIQUE
- CLASSIFICATION SCIENTIFIQUE DES ESPECES
- CLINOPYROXENE
- CNIDARIA
- CNIDOSPORIDIES
- COLEOCHAETALES
- COLLENCHYME
- COLLOÏDE
- COLLUVION
- CONFÉE
- COPROPHAGE
- COPROPHILE
- CORALLIFORME
- CORDIFORME
- CORDON OMBILICAL
- CORMOPHYTE
- CORTEX
- CORTICALE
- CORYMBIFORME
- CORYNEBACTERIUM
- CORYNÉFORME
- COSMOPOLITE
- COTYLEDON
- CRISTALLOGRAPHIE
- CROISSANCE MONOPODIALE
- CRYOSOL
- CRYPTOGAME
- CRYSTALLOGRAPHIQUE
- CUPULE
- CUTICULE
- CUTINE
- CYANOBACTÉRIE
- CYCADOPHYTA
- CYCLOCYTIQUE
- CYCLOZOONOSE
- CYME
- CYNORHODON
- CYPRINODONTIFORMES
- CYTINELLE
- CYTOCHROME
- CYTOPLASME
- CYTOSOL
- CYTOSQUELETTE
- DECUSSEE
- DI-IODOTYROSINE
- DIACYTIQUE
- DIADELPHE
- DIAGEOTROPISME
- DIAGRAMME FLORAL
- DIAMINOBUTYRATE
- DIAPAUSE
- DICHASIUM
- DICHOTOMIQUE
- DICOTYLEDONE (MAGNOLIOPSIDA)
- DIÉCIE
- DIGOXIGÉNINE
- DIMORPHISME SEXUEL
- DIOÏQUE
- DIONYSOS
- DIPEPTIDE
- DIPLOÏDE
- DISAMARE
- DISTIQUE
- DIURNES
- DIVISION
- DIVISION CELLULAIRE
- DIXÈNE
- DOMAINE – BIOLOGIE
- DOUBLE FÉCONDATION
- DRUPE
- DUALITE ONDE-CORPUSCULE
- DULÇAQUICOLE
- ÉCIE
- ÉCIOSPORES
- ÉCOLOGIE
- ECOSYSTEME
- ECTOPARASITE
- EDAPHIQUE
- EDEAGE
- ELECTROPHORESE
- ELLIPSOÏDE – AIGUILLON (BOTANI
- ELOPHYTE
- ELYTRE
- EMBRANCHEMENT – BIOLOGIE
- ÉNAULOPHYTE
- ENDOSPORE
- ENDOSYMBIOTE OU ENDOSYMBIONTE
- ENKYSTE
- ENKYSTEMENT
- ENSIFERA
- ENTOMOCÉCIDIES
- ENTOMOGAME
- ENTOMOGAMIE
- ENTOMOPHAGE
- ÉPICOTYLE
- ÉPIGENETIQUE
- EPINASTIE
- EPITYPE
- EQUISETIDAE
- EURASIATIQUE
- EURASIATIQUE
- EURASIE
- EURYHALIN
- EUTÉLIE
- EUTROPHE
- EUTROPHILE
- EXINE
- EXONDE
- EXTRÊMOPHILE
- FIBROVASCULAIRE
- FIPRONIL
- FOLIOLE
- FOLIOLULE
- FORAMINIFERA
- FUNDUS
- FUNICLE Nouveau
- FUNICULE
- GAMÉTANGE
- GBIF
- GENOTYPE
- GÉOPHYTE
- GEOTROPISME
- GIBBERELLINE
- GLAUCOPHYTA
- GLOBOGÉRINE
- GLYCOPHYTE
- GUANGUE
- HALIN
- HALOARCULA
- HALOBACTERIUM
- HALOBIONTE
- HALOCOCCUS
- HALOFERAX
- HALOFOBE
- HALOPHILE
- HALOPHYTIQUE
- HALOTOLÉRANT
- HAPANTOTYPE
- HÉLIOZOAIRE
- HÉMIANATROPE
- HÉMICRYPTOPHYTE
- HÉMIZOONOSE
- HEMOCULTURE
- HÉMOLYMPHE
- HÉTÉROLOGUE
- HETEROMETABOLE
- HÉTÉROPHILE
- HÉTÉROSPORIE
- HÉTÉROXYLÉ
- HÊTRAIE
- HILE
- HOLOTHURIE - CONCOMBRE DE MER
- HOLOTYPE
- HOLOZOONOSE
- HOPTÈNE
- HYDATHODE
- HYDROCHORIE
- HYDROGÉOPHYTE
- HYDROHÉMICRYPTOPHYTES
- HYDROLYSE
- HYDROPHYTE
- HYDROTHÉROPHYTE
- HYDROXYLE
- HYMÉNOPHORE
- HYPOCOTYLE
- HYPONYME
- I.T.I.S
- ICONOTYPE
- INDÉHISCENT
- INFÉODÉ
- INFRAHALINE
- INFRAPHYLUM
- INFUSOIRE
- INOCULÉ
- INOCULUM
- INTRASPÉCIFIQUE
- INVOLUCRE
- ISOHALINE
- ISOLECTOTYPE
- ISONEOTYPE
- ISOSPORIE
- ISOTYPE
- IVERMECTINE
- JUVENILE
- LACTOBACILLUS
- LAGOMORPHE
- LECTOTYPE
- LENTIQUE
- LES PLANTES VASCULAIRES
- LÉTHARGIE
- LEUCOCYTE
- LIGNINE
- LITHOLOGIE
- LOI DE L’OSMOMÉTRIE
- LYCOPHYTA
- LYCOPODE
- LYCOPODINEE
- LYCOPODIOPHYTA
- MACRONUCLÉUS
- MACROPHANÉROPHYTE
- MANOBACTÉRIE
- MARAIS SALANT
- MARCHANTIOPHYTA
- MÉAT
- MÉGAPHANÉROPHYTE
- MÉGAPHORBIAIE EUTROPHILE
- MEMBRANE CELLULAIRE
- MÉSOHALINE
- MÉSOPHANÉROPHYTE
- MÉTABOLISME
- MÉTABOLITE SECONDAIRE
- MÉTAZOONOSE
- METHANE
- MICRONUCLÉUS
- MICROPHYLLE
- MICROPHYLUM
- MICROSCLÉROTES
- MIGRATIONS AMPHIBIOTIQUES
- MIXOHALIN
- MONOCHASIUM
- MONOPHIALIDES
- MONOPHYLÉTIQUE
- MONOPODE
- MONYLOPHYTE
- MUCIGEL
- MUCRON Nouveau
- MULTISPORÉS
- MYCÉTOPHAGE
- MYCOCÉCIDIES
- MYOFILAMENT
- NANOPHANÉROPHYTE
- NATRONOCOCCUS
- NECROMASSE
- NÉMATOCÉCIDIES
- NEOTYPE
- NOCARDIA
- NOM VERNACULAIRE
- NOMENCLATURE – BIOLOGIE
- NUMMULITE
- OBOVALE
- OLIGOHALINE
- OLIGONUCLÉOTIDE
- ONOMATOPHORE
- OOGONIUM
- OOPHAGIE
- OOTHEQUE – ŒUF D’INSECTE
- ORTHOGEOPISME
- ORTHOTROPE
- ORTOPTERA
- OVISCAPTE
- PALÉOZOÏQUE
- PARALECTOTYPE
- PARAPHYLÉTIQUE
- PARAPHYMATOCEROS
- PARASITOÏDE
- PARATYPE
- PARENCHYME CORTICAL
- PATHOLOGIE
- PATHOVAR
- PAUCIFORME Nouveau
- PECTINE
- PECTINOLYTIQUE
- PEPTIDOGLYCANE
- PERMAFROST
- PÉTIOLULE
- PHAGOCYTOSE
- PHANÉROPHYTE
- PHENOTYPE
- PHIALIDE
- Phylogénie
- PHYLOGÉOGRAPHIES
- PHYMATOCEROS
- PHYTOFLAGELLE
- PHYTOHORMONE
- PHYTOPATHOGÈNE
- PHYTOPHAGE - HERBIVORE
- PHYTOPLANCTON
- PICNIUM
- PIRIFORME
- PLAGIOTROPE
- PLASMODE
- PLASMODESMOPHYTE
- PLECOPTERA
- PLEIOCHASIUM
- PLÉSIOMORPHE
- PODOSPERME
- POIL RACINAIRE
- POLYCYCLIQUE
- POLYHALINE
- POLYMORPHISME
- POLYMORPHISME GENETIQUE
- POLYPHAGE
- POLYPHENISME
- POLYTYPIQUES
- PRASINOPHYCEAE
- Pratylenchus scribneri
- PRESSION OSMATIQUE
- PROEMBRYON
- PROGNATHISME
- PROLIXE
- PROTHALLE
- PROTOLOGUE
- PSEUDOBULBE
- PTERIDOPHYTA
- PUPE
- PYCNIA
- PYCNIOSPORE
- QUIESCENCE
- QUINOLIZIDINE
- RACÈME
- RADIAIRE
- RADIOLARIA
- RAMIFICATION SYMPODIALE
- RAMIFICATION SYMPODIALE MONOCH
- RANG TAXONOMIQUE
- RAPHÉ
- RÈGNE – BIOLOGIE
- RHIZOFLAGELLÉS
- RHIZOMYCELIUM
- RHODOBIONTA – RHODOPHYTA
- RHYZODERME
- RIBOSOME
- RUDÉRALE
- SACCHAROLYTIQUE
- SALINE
- SAPROZOONOSE
- SAUMÂTRE
- SCATOMOPHAGE
- SCLERENCHYME
- SCLÉROTE
- SÉNESCENCE
- SEPSIE – SEPTICÉMIE
- SEPTENTRIONALE
- SEPTUM
- SESQUITERPÈNE
- SOLIFLUXION
- SOUS – EMBRANCHEMENT
- SPERMATOPHORE
- SPERMATOPHYLAX
- SPERMATOPHYTE
- SPHÉNOPHYTE
- SPINESCENT
- SPIRILLUM
- SPORANGE
- SPORANGIOLES
- SPORANGIOPHORES
- SPORANGIOSPORES
- SPOROPHYTE
- SPOROZOAIRE
- SPORULENT
- STÉNOHALIN
- STERNITE - SCLERITE
- STIMULUS
- STIPULE
- STREPTOMYCES
- STREPTOPHYTA
- SUBCIRCULAIRE Nouveau
- SUBSTRAT
- SUBTROPICALE
- SUPER-FAMILLE
- SUSPENSEUR
- SYMPODE
- SYMPODIAL – SYMPODIQUE
- SYNAPOMORPHIE
- Synapomorphie
- SYNNEMA
- SYNTYPE
- TAUTONYME
- TÉLEUTOSPORES – TÉLIOSPORES
- TERPÉNOÏDE
- THALLOPHYTE
- THÉROPHYTE
- TOMENTEUX
- TOPOTYPE
- TOXINE OEDÉMATOGÈNE
- TRACHÉIDE
- TRACHEOPHYTA
- TREBOUXIOPHYCEAE
- TRICHOBLASTE
- TUBE SEMINIFERE
- TYPE (BIOLOGIE)
- ULTRAHALINE
- ULTRAMICROBACTÉRIE
- UNCIFORME
- XEROPHYTE
- ZOOANTHROPONOSE
- ZOOFLAGELLÉ
- ZOONOSE
- CLASSE DES BACTERIES 2
- CLASSIFICATION PHYLOGENETIQUE 1
- DEFINITIONS, CLASSIFICATION ET NOMENCLATURE DES BACTERIES 1
- DIVISON DU REGNE DES BACTERIES 1
- EUBACTERIA (CLASSIFICATION PHYLOGÉNÉTIQUE) 1
- FAMILLES DES BACTERIES 2
- GENRE DES BACTERIES 1
- GROUPE DE BACTERIES 1
-
NOMENCLATURE DES BACTERIES
105
- Acetobacter
- Acetobacter aceti
- Acetobacter cerevisiae
- Acetobacter cibinongensis
- Acetobacter Diazotrophicus
- Acetobacter estuniensis
- Acetobacter fabarum
- Acetobacter farinalis
- Acetobacter ghanensis
- Acetobacter indonesiensis
- Acetobacter lambici
- Acetobacter lovaniensis
- Acetobacter malorum
- Acetobacter nitrogenifigens
- Acetobacter oeni
- Acetobacter okinawensis
- Acetobacter orientalis
- Acetobacter orleanensis
- Acetobacter papayae
- Acetobacter pasteurianus
- Acetobacter peroxydans
- Acetobacter persici
- Acetobacter polyoxogenes
- Acetobacter pomorum
- Acetobacter senegalensis
- Acetobacter sicerae
- Acetobacter subgen
- Acetobacter syzygii
- Acetobacter thailandicus
- Acetobacter tropicalis
- Acinetobacter calcoaceticus
- Actinomyces
- Agrobacterium
- Bacillus alcalophilus
- Bacillus anthracis
- Bacillus cereus
- Bacillus circulans
- Bacillus megaterium
- Bacillus mycoides
- Bacillus pseudomycoides
- Bacillus sp.
- Bacillus sphaericus
- Bacillus thuringiensis
- Bacillus thuringiensis kurstaki
- Bacillus weihenstephanensis
- Bactéries à gram positif
- Bactéries foliaires
- Candidatus
- Clavibacter michiganensis
- Clavibacter michiganensis subs
- Dickeya Solani
- Gluconacetobacter entanii
- Gluconacetobacter europaeus
- Gluconacetobacter hansenii
- Gluconacetobacter intermedius
- Gluconacetobacter johannae
- Gluconacetobacter liquefaciens
- Gluconacetobacter oboediens
- Gluconacetobacter xylinus
- Gluconobacter
- Gluconobacter albidus
- Gluconobacter asaii
- Gluconobacter cerevisiae
- Gluconobacter cerinus
- Gluconobacter frateurii
- Gluconobacter japonicus
- Gluconobacter kanchanaburiensi
- Gluconobacter kondonii
- Gluconobacter morbifer
- Gluconobacter oxydans
- Gluconobacter thailandicus
- Lactobacillus brevis
- Lactobacillus buchneri
- Lactobacillus casei
- Lactobacillus curvatus
- Lactobacillus delbrueckii
- Lactobacillus diolivorans
- Lactobacillus fermentum
- Lactobacillus fructivorans
- Lactobacillus jensenii
- Lactobacillus kunkeei
- Lactobacillus leichmannii
- Lactobacillus mali
- Lactobacillus nagelii
- Lactobacillus paracasei
- Lactobacillus plantarum
- Lactobacillus vini
- Lysinibacillus sphaericus
- Oenococcus oeni
- Pectobacterium carotovorum
- Pediococcus damnosus
- Pseudomonas fluorescens
- Ralstonia solanacearum
- Streptobacillus moniliformis
- Streptomyces
- Streptomyces acidiscabies
- Streptomyces europaeiscabiei
- Streptomyces ipomoeae
- Streptomyces luridiscabiei
- Streptomyces niveiscabiei
- Streptomyces puniciscabiei
- Streptomyces reticuliscabiei
- Streptomyces scabies
- Streptomyces stelliscabiei
- Streptomyces turgescabies
- ORDRE DES BACTERIES 0
-
LES BOTANISTES
85
- Acharius Erik
- Acuna Galé Julian Baldomero
- Adam Johannes Michael Friedrich
- Adamson Michel
- Adamson Robert Stephen
- Afzelius Adam
- Agardh Carl Adolph
- Agardh Jacob Georg
- Ager Nicolas
- Agosti Giuseppe
- Airy Shaw Herbert Kenneth
- Aitchison James Edward Tierney
- Aiton William
- AitonWilliam Townsend
- Ake Assi Laurent
- Al-Baitar Abu Muhammad
- Albertini Johannes Baptista Von
- Albow Nikolai Michailowitsch
- Alderwerelt Van Rosenburgh Cornelis Rugier Willem Karen Van
- Aldrovandi Ulisse
- Alexandre Paul
- Allamand Frédéric-Louis
- Allard Gaston
- Allemão Francisco Freire
- Allemend Jules
- Allioni Carlo
- Allorge Pierre
- Alpini Prospero
- Alston Arthur Hugh Garfit
- Alston Charles
- Alzate Jose Antonio
- Ambrosini Bartolomeo
- Amman Johann
- Amoreux Pierre-Joseph
- Anaxagore
- Anaximandre
- Anderson Edgar Shannon
- Anderson James
- Andrews Henry Charles
- Andrews Henry Nathaniel
- Anguillara Luigi
- Antoine Franz
- Arber Agnes
- Arduino Pietro
- Arechavaleta Y Balpardo
- Arenes Jean
- Armen Takhtajan
- Arnold Chester Arthur
- Berkeley Miles Joseph
- Blume Carl Ludwig
- Brongniart Adolphe Théodore
- Brongniart Alexandre
- Cooke Mordecai Cubitt
- Delastre Charles Jean Louis
- Dumortier Barthélemy Charles J
- Empédocle
- Engler Adolf
- Fuckel Karl Wilhelm Gottlieb L
- Gilg Ernst Friedrich
- Harms Hermann
- Jacquin Nikolaus Joseph von
- Johannsen Ludvig Wilhelm
- Johansson Carl Johan
- Jussieu Adrien
- Jussieu Antoine
- Jussieu Antoine-Laurent
- Jussieu Bernard
- Jussieu Joseph
- Leighton William Alport
- Linné Carl Von
- Lintchevski Igor Alexandrovitc
- Martynov Ivan
- Meyer Ernst Heinrich Friedrich
- Meyer Georg Friedrich Wilhelm
- Nakai Takenoshin
- Phillips William
- Plowright Charles Bagge
- Ravenel Henry William
- Taphrina athyrii
- Tulasne Charles
- Tulasne Edmond
- Vest Loreng Chysanth Von
- Voigt Friedrich Siegmund
- Voigt Joachim Johann Otto
- Werdermann Erich
- LISTE DES BOTANISTES 1
- LES ORDRES DES INSECTES 1
- LES SUPER-ORDRES DES INSECTES 1
-
LES FAMILLES DES INSECTES
81
- Acrididae
- Aderidae
- Alexiidae
- Alleculidae
- Anobiidae
- Anthicidae
- Anthribidae
- Apionidae
- Aspidiphoridae
- Biphyllidae
- Bostrichidae
- Bruchidae
- Bruchinae
- Buprestidae
- Byrrhidae
- Cantharidae
- Carabidae
- Cerambycidae (Capricornes, Longicornes)
- Cholevinae
- Chrysomelidae
- Cicadidae
- Ciidae
- Clambidae
- Cleridae
- Coccinellidae
- Colydiidae
- Cryptophagidae
- Curculionidae
- Dermestidae
- Derodontidae
- Dytiscidae
- Elateridae
- Elmidae
- Erebidae
- Eucnemidae
- Gracillariidae
- Heterodera medicaginis
- Histeridae
- Hydraenidae
- Hydrophilidae
- Kateretidae
- Laemophloeidae
- Languriidae
- Latridiidae
- Leiodidae
- Limnichidae
- Lycidae
- Lyctidae
- Malachiinae – Malachiidae
- Melandryidae
- Meloidae
- Melyridae
- Monotomidae
- Mordellidae
- Nicrophorinae
- Nitidulidae
- Noctuidae
- Oedemeridae
- Phalacridae
- Phloiophilidae
- Pselaphidae
- Ptiliidae
- Rhynchitidae
- Scarabaeidae
- Scirtidae
- Scolytidae
- Scraptiidae
- Scydmaenidae
- Silphidae
- Silphinae
- Silvanidae
- Sphindidae
- Sphingidae
- Staphylinidae
- Staphylinoidea
- Tenebrionidae
- Throscidae
- Tortricidae
- Trogossitidae
- Urodidae
- Urodontinae
-
LES SOUS-FAMILLES DES INSECTES
50
- Anthicinae
- Anthiinae (Carabidae)
- Anthribinae
- Brachininae
- Buprestinae
- Caelifera
- Calliptaminae
- Carabinae
- Catantopinae
- Chalcophorinae
- Choraginae
- Chrysobothrinae
- Chrysochroinae
- Copiocerinae
- Coptacrinae
- Cyrtacanthacridinae
- Egnatiinae
- Elaphrinae
- Eremogryllinae
- Eucradinae
- Euryphyminae
- Eyprepocnemidinae
- Galbellinae
- Gomphocerinae
- Habrocneminae
- Harpalinae
- Hemiacridinae
- Julodinae
- Lepturinae
- Lepturini
- Leptysminae
- Marellia remipes
- Melanoplinae
- Nebriinae
- Oedipodinae
- Ommatolampinae
- Oxyinae
- Pauliniinae
- Paussinae
- Platyninae
- Polycestinae
- Proctolabinae
- Psydrinae
- Pterostichinae
- Ptininae
- Rhytidochrotinae
- Spathosterninae
- Teratodinae
- Tropidopolinae
- Urodontinae
- LES SOUS-ORDRES DES INSECTES 1
- LES SUPER-ORDRES DES INSECTES 0
- LA CLASSIFICATION DES INSECTES 4
-
NOMENCLATURE DES INSECTES
382
- Aaata
- Abacetus
- Abax
- Abax parallelepipedus
- Abia candens
- Abia sericea
- Abraxas grossulariata
- Abrostola tripartita
- Acalitus phloecoptes (Acarien des bourgeons du prunier)
- Acanthaclisis baetica (Fourmilions)
- Acanthaclisis occitanica
- Acanthocinus aedilis (Acanthocine charpentier)
- Acanthocinus griseus
- Acantholyda erythrocephala
- Acanthoscelides obtectus (Bruche du haricot)
- Acanthosoma haemorrhoidale
- Acaromimus
- Acaromimus americanus
- Acherontia atropos (Sphinx tête de mort)
- Acheta domesticus (Grillon domestique)
- Acilius sulcatus
- Acleris
- Aclypea opaca - Blitophaga opaca- Silpha opaca (Silphe de la betterave)
- Acrida
- Acrida ungarica
- Acrocera orbicula
- Acrolepiopsis assectella (La teigne du poireau)
- Acronicta leporina
- Acrotylus insubricus
- Aculops lycopersici - Vasates lycopersici - Vasates destructor (agent de l'acariose bronzé de la tomate)
- Aculus schlechtendali - Arachnida - Acari - Eriophyidae (Phytopte libre du pommier)
- Acyrthosiphon pisum - Macrosiphum - Acyrthosiphon onobrychis (Puceron vert ou rose du pois)
- Aderus
- Adoxophyes orana - Capua réticulana (Tordeuse capua de la pelure)
- Aedes albopictus - Stegomyia albopicta - Moustique-tigre
- Aglaope infausta (Zygène de l'amandier)
- Agonum
- Agrilus
- Agriotes lineatus (Taupin)
- Agromyza (Mouches mineuses)
- Agrotis ipsilon - Agrotis ypsilon - Lycophotia ipsilon - Scotia ipsilon (Noctuelle ipsilon)
- Agrotis segetum - Scotia segetum - Feltia segetum (Noctuelle des moissons)
- Aleochara bilineata
- Aleurobus olivinus Silvestri (Aleurode noir de l'olivier)
- Aleurothrixus floccosus (Aleurode floconneux des citrus)
- Althaesia
- Amara
- Amara aenea
- Amara aulica
- Amara familiaris
- Anarsia lineatella (Petite mineuse du pêcher
- Anobium
- Anobium punctatum - Vrillette domestique
- Anobocaelus
- Antheraea pernyi - Ver à soie Tussah
- Antheraea yamamai - Saturnie du chêne du Japon
- Anthia mannerheimi
- Anthia wayheimi
- Anthonomus grandis (Charançon du cotonnier)
- Anthonomus pomorum (Anthonome du pommier)
- Anthonomus pyri (Anthonome du pommier)
- Anthonomus rubi (Anthonome du fraisier et du framboisier)
- Aonidiella aurantii - Aspidiotus aurantii (Pou de Californie)
- Aphaerata pallipes
- Aphanostigma piri (Phylloxéra du poirier)
- Aphelanchoïde ritzemabosi (L'anguillule ou nématode du chrysanthème)
- Aphelanchoïdes
- Aphelenchoides fragariae - Aphelanchoides olesistus - Aphelanchus fragariae - Aphelanchus olesistus (Anguillule du fraisier et des fougères)
- Aphis craccivora - Aphis laburni - Aphis medicaginis (Puceron noir de la luzerne)
- Aphis fabae Scopoli - Doralis fabae (puceron noir de la fève)
- Aphis forbesi Weed - Cerosipha forbesi (Puceron vert du fraisier, Puceron des racines du fraisier)
- Aphis gossypii Glover - Cerosipha gossypii (Puceron du cotonnier, Puceron du melon)
- Aphis grossulariae Kaltenbach - Aphidula grossulariae (Puceron vert du groseillier épineux)
- Aphis nasturtii Kaltenbach - Aphidula rhamni (Puceron du nerprun)
- Aphis pomi - Aphis mali - Aphidula pomi - Doralis pomi (Puceron vert non migrant du pommier)
- Aphis schneideri (Groseille à maquereau - puceron du saule)
- Aphis spiraecola Pagenstecher - Aphis citricola (Puceron vert des citrus, Puceron des spirées)
- Apion
- Apion carduorum - Ceratapion carduorum (Apion de l'artichaut)
- Apion pisi (Apion des bourgeons du pois, Apion du pois)
- Apion trifolii - Apion aestivum Germar (Petit Apion du trèfle)
- Aptinoderus
- Aptinoderus cyaneus
- Aptinoderus cyanipennis
- Aptinoderus funebris
- Aptinoderus umvotianus
- Aptinus
- Aptinus acutangulus
- Aptinus bombarda - Scarabée bombarde noir
- Aptinus cordicollis
- Aptinus creticus
- Aptinus hovorkai
- Aptinus lugubris
- Aptinus merditanus
- Araecerus
- Araecerus constans
- Araecerus cumingi
- Araecerus fasciculatus - coffea
- Araecerus levipennis
- Araecerus varians
- Araecerus vieillardi
- Archips podana – Cacoecia podana (Tordeuse des fruits)
- Archips rosana - Cacoecia rosana - Choristoneura rosanaceana (Tordeuse des buissons)
- Argyrotaenia ljungiana -Argyrotaenia pulchellana - Eulia pulchellana (Petite tordeuse de la grappe)
- Ariotus
- Ariotus luteolus
- Ariotus quercicola
- Ariotus subtropicus
- Aspidiotus nerii Bouché (Cochenille du laurier-rose)
- Athalia rosae - Athalia colibri (Tenthrède de la rave)
- Atomaria linearis (Atomaire de la betterave)
- Aulacorthum solani -Dysaulacorthum vincae (Puceron strié de la digitale et de la pomme de terre, Puceron à taches vertes de la pomme de terre)
- Autographa gamma - Phytometra gamma - Plusia gamma (Noctuelle gamma)
- Bemisia tabaci (Aleurode du tabac)
- Blaberus
- Blaberus craniifer
- Blaberus discoidalis
- Blaberus giganteus
- Blaniulus guttulatus (Blaniule mouchetée)
- Brachinulus
- Brachinus
- Brachinus adustipennis
- Brachinus albarracinus
- Brachinus alexandri
- Brachinus alexiguus
- Brachinus alexiguus
- Brachinus alternans
- Brachinus americanus
- Brachinus andalusiacus
- Brachinus angustatus
- Brachinus baeticus
- Brachinus bellicosus
- Brachinus berytensis
- Brachinus cibolensis
- Brachinus costipennis
- Brachinus crepitans
- Brachinus cyanipennis
- Brachinus cyanochroaticus
- Brachinus efflans
- Brachinus ejaculans
- Brachinus elegans
- Brachinus elongatulus
- Brachinus favicollis
- Brachinus fulminatus
- Brachinus fumans
- Brachinus geniculatus
- Brachinus hirsutus
- Brachinus imporcitis
- Brachinus italicus
- Brachinus janthinipennis
- Brachinus lareralis
- Brachinus medius
- Brachinus mexicanus
- Brachinus nigricornis
- Brachinus olgae
- Brachinus pateri
- Brachinus patruelis
- Brachinus pecoudi
- Brachinus pectoralis
- Brachinus phaeocerus
- Brachinus plagiatus
- Brachinus psophia
- Brachinus quadripennis
- Brachinus rugipennis
- Brachinus testaceus
- Brachinus texanus
- Brachinus turkestanicus
- Brachinus vulcanoides
- Brachycaudus cardui - Brachycaudus lateralis - Anuraphis cardui (Puceron de l'artichaut)
- Brachycaudus helichrysi - Anuraphis helichrysi (Puceron vert du prunier)
- Brachycaudus persicae - Brachycaudus persicaecola (Puceron noir du pêcher)
- Brachycaudus prunicola - Appelia prunicola (Puceron brun du pêcher, Puceron brun du prunier)
- Brachycorynella asparagi - Brachycolus asparagi (Puceron de l'asperge)
- Brachynillus
- Brevicoryne brassicae (Puceron cendré du chou)
- Bruchus pisorum (Bruche du pois)
- Bruchus rufimanus (Bruche de la fève)
- Bruchus signaticornis - Bruchus pallidicornis (Bruche des lentilles)
- Byrrhus pilula
- Byturus urbanus - Byturus tomentosus (Ver des framboises)
- Cacopsylla pyri - Psylla pyri (Psylle commun du poirier)
- Calepitrimerus vitis - Phyllocoptes vitis - Epitrimerus vitis (Phytopte de l'acariose de la vigne)
- Calleida punctata
- Calliptamus italicus
- Calomera littoralis
- Calosoma
- Calosoma sycophanta
- Cameraria ohridella - Mineuse du marronnier
- Cantharis
- Cantharis cryptica
- Cantharis fusca
- Capitophorus horni (Puceron vert de l'artichaut)
- Capnodis tenebrionis (Capnode)
- Carabus auratus - Carabe doré
- Cecidophyopsis ribis (Westwood) - Cecidophyes ribis, Eriophyes ribis, Phytoptus ribis (Phytopte du cassissier)
- Cecidophyopsis ribis - Cecidophyes ribis, Eriophyes ribis, Phytoptus ribis (Phytopte du cassissier)
- Ceratitis capitata (Wiedemann) – (Cératite, Mouche méditerranéenne des fruits)
- Ceroplastes rusci (Charançon des siliques de colza)
- Ceuthorhynchus assimilis – (Charançon des siliques de colza)
- Choragus
- Choragus exophthalmus
- Choragus harrisi
- Choragus major
- Choragus sayi
- Choragus striolatus
- Choragus zimmermanni
- Cicindela campestris
- Cicindela chinensis
- Cicindela hybrida
- Cicindela sexguttata - cincindele a six points
- Coccoidea
- Coenosia tigrina
- Colilodion schulzi
- Coraebus
- Crepidogaster
- Crepidogastrillus
- Crepidogastrinus
- Crepidolomus
- Crepidonellus
- Cryptomyzus ribis -Myzus ribis - Capitophorus ribis - Rhopalosiphum ribis (Puceron jaune du groseillier)
- Cteniopus
- Cteniopus sulphureus
- Cychrus
- Cychrus caraboides
- Cydalima perspectalis (Pyrale du buis)
- Cylindera minuta
- Dacnusa gracilis
- Delia antiqua - Phorbia antiqu
- Diphyus
- Ditylenchus dipsaci (Nématode des tiges et des bulbes)
- Epitrix cucumeris
- Ernobius
- Euderopus
- Euxenus
- Euxenus ater
- Euxenus punctatus
- Gomphocerus sibricus
- Gonicoélus
- Habroloma
- Harpalinae
- Harpalus
- Harpalus affinis
- Heliotaurus
- Heterodera avenae (Nématode des céréales)
- Heterodera carotae
- Heterodera ciceri
- Heterodera cruciferae
- Heterodera fici (Nématode à kyste)
- Heterodera glycines
- Heterodera goettingiana
- Heterodera medicaginis
- Heterodera oryzae
- heterodera rostochiensis
- Heterodera sacchari
- Heterodera schachtii
- Heterodera tabacum
- Heterodera trifolii
- Heterodia rostochiensis
- Hiperantha testacea
- Holometabola
- Homotrysis
- Ichneumon
- Ichneumon extenseur
- Ichneumon wasps (guêpes d’ichneumon)
- Ichneumon xanthorius
- Ichneumonoidea
- Julodis
- Lasioderma
- Lebia
- Lebia cruxminor
- Leptinotarsa decemlineata – Doryphore
- Leptoglossus occidentalis (Punaise du pin)
- Lomaspilis marginata (La marginée ou bordure entrecoupée)
- Loricera
- Loxotropa
- Lymantrichneumon disparis
- Marellia remipes
- Mastax
- Mastax albonotata
- Mastax alternans
- Mastax annulata
- Mastax brittoni
- Mastax burgeoni
- Mastax Carissima
- Mastax confusa
- Mastax congoensis
- Mastax elegantula
- Mastax en Floride
- Mastax euanthes
- Mastax extrema
- Mastax Formosana
- Mastax forteculpta
- Mastax fulvonotata
- Mastax gestroi
- Mastax Hargreavesi
- Mastax histrio
- Mastax Humilis
- Mastax Kivuensis
- Mastax Klapperichi
- Mastax Kulti
- Mastax laeviceps
- Mastax latefasciata
- Mastax liebkei
- Mastax louwerensi
- Mastax Moesta
- Mastax nana
- Mastax nepalensis
- Mastax okavango
- Mastax ornata
- Mastax ornatella
- Mastax pakistana
- Mastax parreyssi
- Mastax philippina
- Mastax poecila
- Mastax pulchella
- Mastax pygmaea
- Mastax Raffrayi
- Mastax Rawalpindi
- Mastax royi
- Mastax rugiceps
- Mastax saganicola
- Mastax senegalensis
- Mastax striaticeps
- Mastax subornatella
- Mastax sudanica
- Mastax tessmanni
- Mastax Thermarum
- Mastax tratorius
- Mastax vegeta
- Mecyclothorax
- Megacephala carolina
- Melanaphis pyrarius - Geoktapia pyrarius - Aphis pyrastri Boisduval - Melanaphis pyraria (Puceron brun du poirier)
- Meloidogyne (Nématode à galles des racines)
- Meloidogyne hapla
- Meloidogyne incognita
- Mengea tertiaria
- Nasonovia ribisnigri - Aphis lactucae (Puceron de la laitue)
- Nebria
- Nebriinae
- Notiophilus
- Notiophilus biguttatus
- Notiophilus palustris
- Notiophilus rufipes
- Odacantha
- Odacantha melanura
- Otiorhynchus cribricollis Gyllenhall - Arammichnus cribricollis - Otiorhynchus terrestris Marseul (Otiorhynque de l'olivier)
- Oxymirus cursor
- Perapion
- Pheropsophus
- Pheropsophus aequinoctialis
- Pheropsophus africanus
- Pheropsophus jessoensis
- Philophylla heraclei (Acidia heraclei) (Mouche du céleri)
- Phytomyza gymnostoma
- Plecoptera
- Pratylenchus
- Pseudaulacaspis pentagona Targioni -Aulacaspis pentagona - Diaspis pentagona (Cochenille du mûrier)
- Psila rosae
- Ptinomorphus
- Ptinus
- Quadraspidiotus perniciosus - Aspidiotus perniciosus - Diaspidiotus perniciosus (Pou de San-José)
- Rhagium inquisitor
- Rhopalapion longirostre - Apion des roses trémières
- Rosalia alpina (Rosalie des Alpes)
- Samia cynthia - Bombyx de l'ailante
- Scatophaga stercoraria
- Sitobion avenae - Aphis avenae - Macrosiphum - Siphonophora cerealis (Puceron des épis de céréales)
- Stegobium paniceum - Vrillette du pain, Vrillette boulangère, Stégobie des pharmacies
- Stenocorus meridianus
- Sternocera
- Strepsiptera
- Stylopidae
- Styphlodrome
- Styphlomerus
- Symphyta (Mouche à scie)
- Synanthedon tipuliformis - Aegeria tipuliformis - Conopia tipuliformis (Sésie du groseillier)
- Tetranychus mcdanieli (Tétranyque de McDaniel)
- Therates – les taux
- Triozocera mexicana
- Urodontus
- Urodontus rotundicollis
- Vespa velutina (Frelon asiatique)
- INTRODUCTION 1
- LES SOUS-ESPECES DES INSECTES 1
- LES TRIBUS DES INSECTES 3
- LES SOUS-CLASSES 2
- LES CLASSES 1
- LES ORDRES DES INSECTES 0
- LES INSECTES
LES ANIMAUX NUISIBLES AUX PLANTES ORNEMENTALES
- GÉNÉRALITÉS SUR LES NÉMATODES 1
-
LES NEMATODES
36
- Anguina tritici
- Aphelanchoides fragariae
- Aphelenchoïdes ritzema-bosi
- Criconema mutabile – Nematoda
- Ditylenchus destructor
- Ditylenchus dipsaci – le némat
- Ditylenchus myceliophagus
- Dorylaimida
- Globodera
- Globodera pallida
- Heterodera arenaria
- Heterodera avenae
- Heterodera cacti
- Heterodera carotae
- Heterodera cruciferae
- Heterodera fici – Les nématode
- Heterodera goettingiana
- Heterodera sacchari
- Longidorus
- Meloïdogyne hapla – Les némato
- Meloïdogyne incognita
- Meloïdogyne javanica
- Paratylenchus hamatus - némato
- Paratylenchus – Les nématodes
- Pratylenchus convallariae
- Pratylenchus penetrans – Les n
- Pratylenchus pratensis
- Pratylenchus scribneri
- Pratylenchus vulnus -
- Radopholus similis
- Rotylenchulus reniformis
- Trichodorus
- Tylenchida
- Tylenchulus semipenetrans
- Xiphinema
- Xiphinema index
-
NOMENCLATURE DES MALADIES CRYPTOGAMIQUE
265
- Acremonium strictum
- Aecidium cantensis
- Aecidium foeniculi
- Alternaria
- Alternaria alternata
- Alternaria brassicae
- Alternaria brassicicola
- Alternaria carthami
- Alternaria chrysanthemi
- Alternaria cichorii
- Alternaria citri
- Alternaria dauci
- Alternaria helianthi
- Alternaria macrospora
- Alternaria mali
- Alternaria passiflorae
- Alternaria porri
- Alternaria radicina
- Alternaria ricini
- Alternaria solani
- Alternaria tomato
- Alternaria tomatophila
- Alternaria triticina
- Alternariose
- Alternariose (2)
- Anthracnose
- Apiospora montagnei
- Ascochyta graminea
- Ascochyta hordei
- Ascochyta sorghi
- Ascochyta tritici
- Asparagine Ascochyta
- Asperges Cercospora
- Aspergillus flavus
- Aspergillus glaucus
- Aspergillus niger
- Athelia arachnoidea
- Athelia rolfsii
- Blumeria graminis
- Botryotinia fuckeliana
- Botrytis
- Botrytis cinerea (Pourriture g
- Cephalosporium gramineum
- Ceratobasidium cereale
- Ceratobasidium cornigerum
- Cercospora carotae
- Cercospora longissima (Cercosp
- Cercospora solani
- Chancre
- Choanephora cucurbitarum
- Cladosporiose
- Claviceps purpurea
- Clonostachys rosea f. rosea
- Cochliobolus lunatus
- Cochliobolus sativus
- Cochliobolus tuberculatus
- Colletotrichum
- Colletotrichum acutatum
- Colletotrichum circinans
- Colletotrichum coccodes (Pourr
- Colletotrichum dematiumf. spin
- Colletotrichum gloeosporioides
- Colletotrichum graminicola
- Colletotrichum kahawae
- Colletotrichum musae
- Colletotrichum trifolii
- Cunninghamella
- Cunninghamella binarieae
- Curvularia inaequalis
- Curvularia pallescens
- Curvularia senegalensis
- Cylindrocarpon radicicola
- Diaporthe arctii
- Drechslera teres f. maculata
- Drechslera wirreganensis
- Elsinoe ampelina
- Elsinoë australis
- Elsinoë batatas
- Elsinoë veneta
- Entomosporiose
- Erysiphe betae
- Erysiphe cichoracearum
- Erysiphe heraclei
- Esca
- Eutypa lata
- Eutypa leptoplaca
- Eutypiose
- Fusariose
- Fusarium
- Fusarium culmorum
- Fusarium oxysporum
- Fusarium proliferatum
- Fusarium redolens
- Fusarium solani
- Fusarium verticillioides
- Gaeumannomyces graminis var. t
- Geotrichum candidum
- Gibberella acuminata
- Gibberella avenacea
- Gibberella fujikuroi
- Gibberella pulicaris
- Gibberella zeae
- Globisporangium sylvaticum
- Gloeosporium orbiculare - Ant
- Glomerella acutata
- Glomerella cingulata
- Glomerella graminicola
- Glomerella lagenarium
- Glomerella tucumanensis
- Hansfordia pulvinata
- Helicobasidium purpureum
- Helminthosporium solani
- Hyaloperonospora parasitica
- Hymenoscyphus fraxineus
- Kabatiella caulivora
- Khuskia oryzae
- Laetisaria fuciformis
- Lasiodiplodia theobromae
- Leptosphaeria libanotis
- Macrophomina phaseolina
- Marasmiellus
- Marssonina
- Microdochium panattonianum
- Monographella nivalis var. niv
- Mycocentrospora acerina
- Mycovellosiella concors
- Myrothecium roridum (Taches su
- Nectria cinnabarina
- Neofabraea alba - Gloeosporios
- Olpidium brassicae
- Passalora fulva
- Penicillium aurantiogriseum
- Penicillium expansum
- Peronosclerospora philippinens
- Peronosclerospora sacchari
- Peronosclerospora sorghi
- Phaeosphaeria avenaria f.sp. t
- Phaeosphaeria nodorum
- Phoma exigua var. exigua
- Phoma exigua var. foveata
- Phomopsis asparagi
- Phomopsis asparagicola
- Phomopsis javanica
- Phymatotrichopsis omnivora
- Physoderma maydis
- Phytophthora
- Phytophthora cactorum
- Phytophthora cryptogea
- Phytophthora drechsleri
- Phytophthora erythroseptica
- Phytophthora infestans
- Phytophthora megasperma
- Phytophthora nicotianae
- Plasmopara nivea
- Plasmopara viticola
- Pleospora herbarum
- Pleosporaceae
- Polyscytalum pustulans
- Pseudocochliobolus eragrostidi
- Pseudoseptoria donacis
- Puccinia asparagi
- Puccinia coronata
- Puccinia graminis
- Puccinia hordei
- Puccinia pittieriana
- Puccinia striiformis f. sp. Ho
- Pyrenophora graminea
- Pyrenophora teres
- Pyrenophora tritici-repentis
- Pythium
- Pythium aphanidermatum
- Pythium arhénomanes
- Pythium debaryanum
- Pythium deliense
- Pythium graminicola
- Pythium irregulare
- Pythium iwayamae
- Pythium paddicum
- Pythium paroecandrum
- Pythium sulcatum
- Pythium tardicrescens
- Pythium ultimum var. ultimum
- Pythium violae
- Ramularia
- Rhizoctonia
- Rhizoctonia solani
- Rhizopus arrhizus
- Rhizopus stolonifer
- Rhynchosporium secalis
- Rhytisma acerinum
- Rosellinia
- Rouilles autoïques et hétéroïq
- Sclerophthora macrospora
- Sclerophthora raysiae
- Sclerospora graminicola
- Sclerotinia borealis
- Sclerotinia minor
- Sclerotinia sclerotiorum
- Septoria lactucae (Septoriose)
- Septoria malagutii
- Septoria passerinii
- Siphomycete
- Sordaria macrospora
- Sphaceloma arachidis
- Sphaceloma perseae
- Sphacelothera rerliana
- Spongospora subterranea
- Stagonospora avenae f.sp. trit
- Stegophora ulmea
- Stemphyllium botryosum f. lact
- Stigmina carpophila - Criblure
- Synchytrium endobioticum
- Tapesia yallundae
- Taphrina acericola
- Taphrina acerina
- Taphrina aceris
- Taphrina aesculi
- Taphrina alni - Cloque des cha
- Taphrina amelanchieris
- Taphrina americana
- Taphrina amplians
- Taphrina andina
- Taphrina athyrii
- Taphrina blechni
- Taphrina bullata
- Taphrina caerulescens - Cloque
- Taphrina carpini
- Taphrina crataegi
- Taphrina deformans - Cloque du
- Taphrina epiphylla
- Taphrina osmundae
- Taphrina populina
- Taphrina potentillae
- Taphrina pruni
- Taphrina pseudoplatani
- Taphrina sadebeckii - Petite c
- Taphrina Sorbi
- Taphrina tosquinetii - Grande
- Taphrina ulmi
- Taphrina vestergrenii
- Thecaphora solani
- Thielaviopsis basicola
- Tilletia controversa
- Trichothecium roseum
- Typhula
- Typhula idahoensis
- Typhula incarnata
- Typhula ishikariensis
- Typhula variabilis
- Ulocladium atrum
- Ulocladium chartarum
- Uromyces graminis
- Uromyces lineolatus subsp. Nea
- Ustilago avenae
- Ustilago hordei
- Ustilago maydis
- Ustilago nigra
- Ustilago nuda
- Ustilago tritici
- Vasates quadripedes
- Verticilliose
- Verticillium albo-atrum
- Verticillium dahliae
- Vesicarium Stemphylium
- Zopfia rhizophila
- INTRODUCTION SUR LES MALADIES CRYPTOGAMIQUE 2
-
NOMENCLATURE DES ARBRES
463
- Abarema
- Abarema abbotii
- Abarema abeywickramae
- Abarema acreana
- Abarema adenophora
- Abarema adenophorum
- Abarema agropecuaria
- Abarema alexandri
- Abarema angulata
- Abarema arborescens
- Abarema aspleniifolia
- Abarema auriculata
- Abarema barbouriana
- Abarema bauchei
- Abarema bigemina
- Abarema borneensis
- Abarema brachystachya
- Abarema callejasii
- Abarema campestris
- Abarema celebica
- Abarema centiflora
- Abarema claviflora
- Abarema clypearia
- Abarema cochleata
- Abarema cochliocarpos
- Abarema commutata
- Abarema contorta
- Abarema cordifolia
- Abarema crateradena
- Abarema cuneadena
- Abarema curvicarpa
- Abarema cyclosperma
- Abarema dalatensis
- Abarema dodonaeifolia
- Abarema dolichadena
- Abarema elliptica
- Abarema ferruginea
- Abarema filamentosa
- Abarema floribunda
- Abarema fournieri
- Abarema gallorum
- Abarema ganymedea
- Abarema glauca
- Abarema globosa
- Abarema glomeriflora
- Abarema gracillima
- Abarema grandiflora
- Abarema harmsii
- Abarema hendersonii
- Abarema idiopoda
- Abarema josephi
- Abarema jupunba
- Abarema kalkmanii
- Abarema Kerrii
- Abarema Kiahii
- Abarema killipii
- Abarema kinabaluensis
- Abarema kuenstleri
- Abarema laeta
- Abarema langsdorffii
- Abarema laxiflora
- Abarema lehmannii
- Abarema leucophylla
- Abarema levelii
- Abarema limae
- Abarema longipedunculata
- Abarema lovellae
- Abarema lucida
- Abarema macradenia
- Abarema maestrensis
- Abarema malinoensis
- Abarema mataybifolia
- Abarema microcalyx
- Abarema microcarpa
- Abarema mindanaensis
- Abarema monadelpha
- Abarema moniliformis
- Abarema motleyana
- Abarema muellerana
- Abarema multiflora
- Abarema multifoliolata
- Abarema muricarpa
- Abarema nediana
- Abarema nipensis
- Abarema novo-guineensis
- Abarema obovalis
- Abarema obovata
- Abarema occultata
- Abarema opposita
- Abarema oppositifolia
- Abarema oxyphyllidia
- Abarema pahangensis
- Abarema pauciflora
- Abarema pellita
- Abarema piresii
- Abarema poilanei
- Abarema quocensis
- Abarema racemiflora
- Abarema racemosa
- Abarema ricoae
- Abarema robinsonii
- Abarema sapindoides
- Abarema scutifera
- Abarema sessiliflora
- Abarema subcoriacea
- Abarema sumbawaensis
- Abarema syringifolia
- Abarema teijsmannii
- Abarema tetraphylla
- Abarema tjendana
- Abarema trapezifolia
- Abarema trichophylla
- Abarema triplinervia
- Abarema turbinata
- Abarema utile
- Abarema utilis
- Abarema villifera
- Abarema villosa
- Abarema waitzii
- Abarema yunnanensis
- Abarema zollerana
- Abies alba (Sapin blanc, sapin pectiné, sapin commun)
- Abies alba « Columnaris »
- Abies alba « Compacta »
- Abies alba « Fastigiata »
- Abies alba « Globosa »
- Abies alba « King’s Dwarf »
- Abies alba « Microphylla »
- Abies alba « Munsterland »
- Abies alba « Pectinata »
- Abies alba « Pendula »
- Abies alba « Pyramidalis »
- Abies alba « Schwarzwald »
- Abies alba « Virgata »
- Abies amabilis
- Abies amabilis « Spreading Star »
- Abies balsamea (Sapin baumier)
- Abies balsamea « Hudsonia »
- Abies balsamea « Nana Compacta »
- Abies balsamea « Nana »
- Abies balsamea « Nudicaulis »
- Abies balsamea « Piccolo »
- Abies balsamea « Verkades Prostrate »
- Abies bommuelleriana
- Abies borisii-regis (Sapin de Bulgarie)
- Abies bracteata (Sapin de Santa Lucia, Sapin bractifère)
- Abies cephalonica (Sapin de Céphalonie)
- Abies cephalonica var. apollinis
- Abies cephalonica Var. graeca
- Abies cephalonica var. reginae-amaliae
- Abies cephalonica var. robusta
- Abies cephalonica « Meyer’s Dwarf »
- Abies chayuensis
- Abies chensiensis
- Abies chensiensis subsp. salouensis
- Abies chensiensis subsp. yulongxueshanensis
- Abies chensiensis var. ernestii
- Abies cilicica
- Abies concolor (Sapin du Colorado)
- Abies concolor Var. lowiana « Creamy »
- Abies concolor « Archer’s Dwarf »
- Abies concolor « Argentea »
- Abies concolor « Aurea »
- Abies concolor « Biella »
- Abies concolor « Blue Spreader »
- Abies concolor « Compacta »
- Abies concolor « Fagerhult »
- Abies concolor « Fastigiata »
- Abies concolor « Gable’s Weeping »
- Abies concolor « Hexe »
- Abies concolor « Hortmann’s Igel »
- Abies concolor « Husky Pup »
- Abies concolor « Pendula »
- Abies concolor « Piggelmee »
- Abies concolor « Swif’s Silver »
- Abies concolor « Violacea Prostrata »
- Abies concolor « Violacea »
- Abies concolor « Wattezii »
- Abies concolor « Wintergold »
- Abies delavayi
- Abies delavayi var. georgei
- Abies delavayi « Green Giant »
- Abies delavayi « Major Neishe »
- Abies delavayi « Nana Headfort »
- Abies densa
- Abies engelmanni
- Abies equi-trojani-(cheval de troie)
- Abies fabri
- Abies fargesii
- Abies firma
- Abies firma « Bedgebury »
- Abies forrestii
- Abies fraseri
- Abies fraseri « Rauls Dwarf »
- Abies georgei
- Abies glehnii
- Abies gracilis
- Abies grandis (Sapin de Vancouver, Sapin géant)
- Abies holophyla
- Abies homolepis (Sapin de Nikko)
- Abies homolepis « Tomoni »
- Abies homolepsis « Prostrata »
- Abies insignis
- Abies kawakamii
- Abies koranea « Flava »
- Abies koreana « Blauer Pfiff »
- Abies Koreana « Blue and Silver »
- Abies koreana « Blue Standard »
- Abies koreana « Brevifolia »
- Abies koreana « Cis »
- Abies koreana « Compact Dwarf »
- Abies koreana « Crystal Globe »
- Abies koreana « Delikado »
- Abies koreana « Doni – Tajuso »
- Abies koreana « Festival »
- Abies koreana « Fliegende Untertasse »
- Abies koreana « Gait »
- Abies koreana « Golden Dream »
- Abies koreana « Green Carpet »
- Abies koreana « Horstmann »
- Abies koreana « Kohout »
- Abies koreana « Lippetal »
- Abies koreana « Luminetta »
- Abies koreana « Molli »
- Abies koreana « Müller Wittbolt »
- Abies koreana « Nisbet »
- Abies koreana « Oberon »
- Abies koreana « Orange Glow »
- Abies koreana « Piccolo »
- Abies koreana « Pinochio »
- Abies koreana « Prostrate Form
- Abies koreana « Silberkugel »
- Abies koreana « Silberlocke »
- Abies koreana « Silberperl »
- Abies koreana « Silberzwerg »
- Abies koreana « Silver Show »
- Abies koreana « Silverstar »
- Abies koreana « Starker’s Dwarf »
- Abies koreana « Stolwijk »
- Abies koreana « Taiga »
- Abies koreana « Threave »
- Abies koreana « Tundra »
- Abies koreana « Twergform Wüstemeyer
- Abies koreana – Sapin de Corée
- Abies lasiocarpa
- Abies lasiocarpa var. Arizonica
- Abies lasiocarpa var. Arozinata « Nana »
- Abies lasiocarpa Var. Compacta
- Abies lasiocarpa var. « Argentea »
- Abies lasiocarpa « Duflon »
- Abies lasiocarpa « Green Globe »
- Abies lasiocarpa « Kenwith Blue »
- Abies lasiocarpa « Logan Pass »
- Abies lasiocarpa « Mulligans Dwarf »
- Abies lasiocarpa « Witch’s Broom »
- Abies lowiana
- Abies magnifica
- Abies magnifica var. Xanthocarpa
- Abies mariesii
- Abies marocana
- Abies nebrodensis
- Abies nephrolepis
- Abies nimidica « Pendula »
- Abies nordmanniana subsp. equi-trojani
- Abies nordmanniana « Ambrolauri »
- Abies nordmanniana « Barabitz Compact »
- Abies nordmanniana « Barabit’s Compacta »
- Abies nordmanniana « Barabit’s Gold »
- Abies nordmanniana « Barabit’s Spreader »
- Abies nordmanniana « Jaobsen »
- Abies nordmanniana « Pendula »
- Abies nordmanniana « Robusta »
- Abies nordmanniana – Sapin de normann
- Abies nordmianna « Golden Spreader »
- Abies nordmianniana « Aurea »
- Abies numidica
- Abies numidica « Delicado »
- Abies numidica « Glauca »
- Abies pardei
- Abies pindrow
- Abies pinsapo
- Abies pinsapo var. Marocana
- Abies pinsapo « Aurea »
- Abies pinsapo « Fastigiata »
- Abies pinsapo « Glauca »
- Abies pinsapo « Hamondii »
- Abies pinsapo « Horstmann »
- Abies pinsapo « Horstmanns Nana »
- Abies pinsapo « Kelleriis
- Abies pinsapo « Pendula »
- Abies pinsapo « Pygmaea » - Epicea de Norvège « Pygmaea »
- Abies pinsapo « Pyramidalis »
- Abies procera
- Abies procera « Blaue Hexe »
- Abies procera « Glauca Procumbens »
- Abies procera « Glauca Prostata »
- Abies procera « Glauca »
- Abies procera « Jeddeloh »
- Abies procera « Kelleris »
- Abies procera « Noble’s Dwarf »
- Abies procera « Sherwoodii »
- Abies recurvata
- Abies recurvata var. ernestii
- Abies religiosa
- Abies sachalinensis
- Abies sibirica – Sapin de Sibérie
- Abies spectabilis
- Abies squamata
- Abies umbilicata
- Abies veitchii « Hedergott »
- Abies veitchii « Pendula »
- Abies veitchii – Sapin de veitch
- Abies wilmoriniana
- Abies x arnoldiana
- Abies x borisii-regis
- Abies x bornmuelleriana
- Abies x phanerolepis
- Abies x pinsapo cephalonica « Rosemoor Far’m »
- Abies x shastensis
- Abies x vasconcellosiana
- Acacia
- Acacia albida - Fruitiers du C
- Acacia aneura Nouveau
- Acacia auriculaeformis Nouveau
- Acacia baileyana Nouveau
- Acanthinophyllum strepitans
- Acer - Erable
- Acer amplum
- Acer buergerianum - Érable trident
- Acer caesium
- Acer campestre - Érable champêtre
- Acer capillipes - Érable jaspé de rouge
- Acer cappadocicum - Érable de Cappadoce
- Acer carpinifolium - Érable à feuilles de charme
- Acer chaneyi
- Acer circinatum
- Acer cissifolium - Érable à feuille de vigne
- Acer davidii - Érable du Père David
- Acer douglasense
- Acer duplicatoserratum
- Acer glabrum - Érable nain
- Acer grandidentatum
- Acer griseum - Érable à écorce de papier
- Acer heldreichii
- Acer japonicum - Érable du Japon
- Acer macrophyllum - Érable à grandes feuilles
- Acer Miyabei - Érable de Miyabe
- Acer monspessulanum - Érable de Montpellier
- Acer negundo - Érable negundo
- Acer nigrum - Érable noir
- Acer opalus - Érable à feuilles d'obier
- Acer palmatum - Érable palmé
- Acer pensylvanicum - Érable de Pennsylvanie
- Acer pentaphyllum - Érable à cinq folioles
- Acer platanoides - Érable plane
- Acer pseudoplatanus - Érable sycomore
- Acer pseudosieboldianum
- Acer pycnanthum
- Acer rubrum - Érable rouge
- Acer rufinerve - Érable à feuilles de vigne, Érable rufinerve, Érable oriental à bourgeons gris, Érable à peau de serpent
- Acer saccharinum - Érable argenté
- Acer saccharum - Érable à sucre
- Acer sempervirens - Érable de Crète
- Acer shirasawanum
- Acer spicatum – Érable à épis
- Acer tataricum
- Acer tataricum ginnala
- Acer triflorum
- Acer tutcheri
- Adenolisianthus
- Aesculus assamica
- Aesculus californica - Pavier de Californie
- Aesculus californica « Blue Ha
- Aesculus chinensis
- Aesculus dallimorei
- Aesculus flava
- Aesculus flava « Vestita »
- Aesculus glabra
- Aesculus glabra var. Arguta
- Aesculus glabra var. Leucoderm
- Aesculus glabra « October Red »
- Aesculus glaucescens
- Aesculus hemiacantha
- Aesculus hippocastanum - Marronnier commun - marronnier d'Inde - marronnier blanc
- Aesculus hippocastanum « Aureo
- Aesculus hippocastanum « Bauma
- Aesculus hippocastanum « Crisp
- Aesculus hippocastanum « Darkf
- Aesculus hippocastanum « Digit
- Aesculus hippocastanum « Hampt
- Aesculus hippocastanum « Honit
- Aesculus hippocastanum « Incis
- Aesculus hippocastanum « Lacin
- Aesculus hippocastanum « Memmi
- Aesculus hippocastanum « Monst
- Aesculus hippocastanum « Paras
- Aesculus hippocastanum « Pumil
- Aesculus hippocastanum « Pyram
- Aesculus hippocastanum « Umbra
- Aesculus hippocastanum « Varie
- Aesculus hippocastanum « Wisse
- Aesculus indica
- Aesculus indica « Sydney Pearc
- Aesculus japonica
- Aesculus x arnoldiana
- Aesculus x bushii
- Aesculus x carnea
- Aesculus x carnea « Aureomargi
- Aesculus x carnea « Briotii »
- Aesculus x carnea « Plantieren
- Aesculus x carnea « Variegata
- Aesculus x hybrida
- Aesculus x marylandica
- Aesculus x mutabilis
- Ailanthus altissima
- Ailanthus excelsa
- Ailanthus giraldii
- Ailanthus grandis
- Ailanthus integrifolia
- Ailanthus malabarica
- Ailanthus triphysa
- Ailanthus vilmoriniana
- Aiouea angulata
- Amburana cearensis
- Anadenanthera peregrina
- Andradea floribunda
- Anthodiscus montanus
- ARCHIDENDRON
- Archidendron bigeminum
- Archidendron bigeminum
- Archidendron clypearia
- Archidendron contartum
- Astrocaryum triandrum
- Astronium urundeuva
- Attalea septuagenata
- Azeredia
- Bactris
- Bactris coloniata
- Chloroxylon swietenia
- Cochlospermum
- Cochlospermum angolense
- Cochlospermum fraseri
- Cochlospermum gillivraei
- Cochlospermum intermedium
- Cochlospermum noldei
- Cochlospermum planchonii
- Cochlospermum regium
- Cochlospermum religiosum
- Cochlospermum tetraporum
- Cochlospermum vitifolium
- Davidia involucrata
- Dicksonia antarctica (Fougère arborescente commune)
- Dipteronia (Erable d’or et d’argent)
- Dipteronia sinensis (Érable d'or et d'argent)
- Flindersia
- Ginkgo biloba (Arbre aus quarante écus)
- Liquidambar acalycina - Copalme de Chine
- Melia azedarach
- Myracrodruon urundeuva- Astronium urundeuva
- Pourouma cecropiifolia
- Toxicodendron vernicifluum - Vernis du Japon
- Vitex lucens
- Zelkova abeliceaii - zelkova crétoise
- BOURGEONS ET RAMEAUX 0
- DESCRIPTION DES ARBRES 4
-
NOMENCLATURE DES ARBUSTES
195
- Abelia
- Abelia biflora
- Abelia chinensis
- Abelia engleriana
- Abelia floribunda
- Abelia graebneriana
- Abelia ionandra
- Abelia mosanensis
- Abelia schumannii
- Abelia schumannii « Bumblebee’s »
- Abelia spathulata
- Abelia triflora
- Abelia triflora « Pendula »
- Abelia umbellata
- Abelia uniflora
- Abelia x grandiflora
- Abelia x grandiflora "Aurea"
- Abelia x grandiflora "Compacta"
- Abelia x grandiflora "Francis Mason"
- Abelia x grandiflora "Gold spot"
- Abelia x grandiflora "Gold Strike"
- Abelia x grandiflora « Hopley’s »
- Abelia x grandiflora « Kaleidoscope »
- Abelia x grandiflora « Prostrata »
- Abelia x grandiflora « Semperflorens »
- Abelia x grandiflora « Snowdrift »
- Abelia x grandiflora « Sunrise »
- Abelia x grandiflora « Sunspot »
- Abelia x grandifora « Mariesii »
- Abelia zanderi
- Abelia zanderi 'Little Richard'
- Abelia ~ Confetti
- Abelia ~ Conti
- Abelia ~Edward Gaucher
- Abeliophyllum distichum
- Abeliophyllum distichum « Roseum »
- Abroma augustum –Coton du diable
- Abroma fastuosa
- Abutilon arboreum
- Abutilon bedfordianum
- Abutilon bedfordianum « Rose »
- Abutilon fuchsioides
- Abutilon grandifolium
- Abutilon halophilum
- Abutilon indicum
- Abutilon Megapotamicum
- Abutilon megapotamicum « Allan
- Abutilon megapotamicum « Allan
- Abutilon mollissimum
- Abutilon muticum
- Abutilon otocarpum
- Abutilon palmeri
- Abutilon pictum
- Abutilon pictum « Moritz »
- Abutilon pictum « Thompsonii »
- Abutilon sellowianum var. marm
- Abutilon somneratianum
- Abutilon theophrasti
- Abutilon viticella
- Abutilon vitifolium
- Abutilon vitifolium var. album
- Abutilon vitifolium « Album »
- Abutilon vitifolium « Lilac »
- Abutilon vitifolium « Sincox W
- Abutilon vitifolium « Tennant’
- Abutilon vitifolium « Veronica
- Abutilon vitifolium « White Ch
- Abutilon x hybridum
- Abutilon x hybridum « Rosea »
- Abutilon x milleri « Variegatu
- Abutilon x ochsenii
- Abutilon x suntense
- Abutilon x suntense 'Jermyns'
- Abutilon x suntense « Ralph Go
- Abutilon x suntense « Violetta
- Abutilon x suntense « White Ch
- Abutilon ~ « Alexandra »
- Abutilon ~ « Amsterdam »
- Abutilon ~ « Anne »
- Abutilon ~ « Apfelblüte »
- Abutilon ~ « Apricot Beauty »
- Abutilon ~ « Ashford Red »
- Abutilon ~ « Bella Rosa »
- Abutilon ~ « Benary’s Giant »
- Abutilon ~ « Benary’s Riesen »
- Abutilon ~ « Bettina »
- Abutilon ~ « Biggi »
- Abutilon ~ « Boskoop Geel »
- Abutilon ~ « Boule de neige »
- Abutilon ~ « Brillant »
- Abutilon ~ « Burgi »
- Abutilon ~ « Canary Bird »
- Abutilon ~ « Cannington Carol
- Abutilon ~ « Cannington Peter
- Abutilon ~ « Cannington Sonia
- Abutilon ~ « Cerise Queen »
- Abutilon ~ « Cinderella »
- Abutilon ~ « Cloth of Gold – T
- Abutilon ~ « Cynthia Pyke »
- Abutilon ~ « Eva »
- Abutilon ~ « Feuerglocke »
- Abutilon ~ « Feuerwehr »
- Abutilon ~ « Firebell »
- Abutilon ~ « Flammenzauber »
- Abutilon ~ « Gelbe Glocke »
- Abutilon ~ « Globosum »
- Abutilon ~ « Golden Fleece »
- Abutilon ~ « Herzblut »
- Abutilon ~ « Hinton Seedling »
- Abutilon ~ « Jacqueline Morris
- Abutilon ~ « Kentish Belle »
- Abutilon ~ « Kleine Schönheit
- Abutilon ~ « Klener Stern »
- Abutilon ~ « Leuchtfeuer »
- Abutilon ~ « Louis Marignac »
- Abutilon ~ « Marietta »
- Abutilon ~ « Marion »
- Abutilon ~ « Master Michael »
- Abutilon ~ « Melody »
- Abutilon ~ « Milleri Variegate
- Abutilon ~ « Moderm Master »
- Abutilon ~ « Nabob »
- Abutilon ~ « Old Rose »
- Abutilon ~ « Orange Beauty »
- Abutilon ~ « Orange Glow »
- Abutilon ~ « Orange King »
- Abutilon ~ « Orange Vein »
- Abutilon ~ « Orange »
- Abutilon ~ « Parlor Maple »
- Abutilon ~ « Patrick Synge »
- Abutilon ~ « Peaches And Cream
- Abutilon ~ « Pink Beauty »
- Abutilon ~ « Pink Lady »
- Abutilon ~ « Pocheri Bordeaux
- Abutilon ~ « Pocheri Orange »
- Abutilon ~ « Pocheri Rouge »
- Abutilon ~ « Red Bells »
- Abutilon ~ « Rosa Mini »
- Abutilon ~ « Rosa Puppe »
- Abutilon ~ « Rosalie »
- Abutilon ~ « Rose Glow »
- Abutilon ~ « Rosenrot »
- Abutilon ~ « Sabina »
- Abutilon ~ « Savitzii »
- Abutilon ~ « Souvenir de Bonn
- Abutilon ~ « Suntense »
- Abutilon ~ « Variegata »
- Abutilon ~ « Ville de Lyon »
- Abutilon ~ « White Form »
- Abutilon ~ « Yellow Beauty »
- Abutilon × milleri
- Acacia acinacea
- Acacia aculeatissima
- Acacia acuminata
- Acacia adsurgens
- Acacia adunca
- Acacia alata
- Acacia alpina Nouveau
- Acacia arenaria Nouveau
- Acacia argyrophylla Nouveau
- Allamanda blanchetii
- Allamanda cathartica
- Allamanda neriifolia
- Arctostaphylos manzanita
- Argyrocytisus battandieri - Genêt ananas - Cytisus battandieri
- Aronia arbutifolia
- Brugmansia arborea
- Brugmansia aurea
- Brugmansia ou Datura arboresce
- Brugmansia sanguinea
- Brugmansia suaveolens
- Brugmansia versicolor
- Ceratostigma minus
- Eleutherococcus - Éleuthérocoq
- Eleutherococcus divaricatus
- Eleutherococcus giraldii
- Eleutherococcus henryi
- Eleutherococcus lasiogyne
- Eleutherococcus leucorrhizus
- Eleutherococcus rehderianus
- Eleutherococcus sciadophylloid
- Eleutherococcus senticosus
- Eleutherococcus sessiliflorus
- Eleutherococcus setchuensis
- Eleutherococcus sieboldianus «
- Eleutherococcus sieboldianus «
- Eleutherococcus sieboldianus « Variegatus »
- Eleutherococcus simonii
- Eleutherococcus spinosus
- Eleutherococcus trichodon
- Eleutherococcus trifoliatus
- Eleutherococcus wilsonii
- Rhus typhina - Vinaigrier, Sum
- Tecoma capensis « Hammer’s ros
- Teucrium fruticans
- GLOSSAIRE MYCOLOGIQUE 0
- LA BIOLOGIE DES CHAMPIGNONS 1
- LA CLASSIFICATION DES CHAMPIGNONS 1
- LA DESCRIPTION DES CHAMPIGNONS 1
- LA REPRODUCTION DES CHAMPIGNONS 1
- LA VIE DES CHAMPIGNONS 1
- LE MONDE DES CHAMPIGNONS 1
- LES CHAMPIGNONS TOXIQUES 1
- LES FAMILLES DES CHAMPIGNONS 0
-
NOMENCLATURE DES CHAMPIGNONS
13
- Albatrellus ovinus - (Polypore des brebis)
- Armillaria
- Aureoboletus cramesinus
- Boletus badius - Bolet bai
- Boletus calipes - Bolet à pied creux
- Boletus calopus - Bolet à beau pied
- Boletus chrysenteron - Bolet à chair jaune
- Boletus edutis -cèpe de Bordeaux
- Boletus fechtneri - Bolet de Fechtner
- Boletus luridus - Bolet blafard
- Boletus pinophilus - Bolet pinicola - Bolet des pins
- Boletus piperatus - Bolet poivré
- Entomophthora muscae
-
NOMENCLATURE DES MOUSSES
31
- Anthoceros
- Anthoceros agrestis
- Anthoceros cavernosus
- Anthoceros punctatus
- Anthoceros rosulans
- Anthoceros tuberculatus
- Anthoceros sambesianus
- Dendroceros
- Dendroceros africanus
- Dendroceros borbonicus
- Dendroceros cavernosus
- Dendroceros crispus
- Dendroceros granulatus
- Dendroceros humboldtensis
- Dendroceros javanicus
- Dendroceros subplanus
- Dendroceros tahitensis
- Folioceros
- Folioceros fuciformis
- Folioceros glandulosus
- Leiosporoceros dussii
- Nothoceros
- Nothoceros vincentianus
- Phaeoceros
- Phaeoceros carolinianus
- Phaeoceros exiguus
- Phaeoceros flexivalvis
- Phaeoceros laevis
- Phaeomegaceros fimbriatus
- Phymatoceros bulbiculosus
- Sphaerosporoceros
- INTRODUCTION 1
- LES BRYOPHYTES 1
-
NOMENCLATURE DES PLANTES ANNUELLES
14
- Abelmoschus esculentus
- Abelmoschus manihot - Aibika
- Abelmoschus manihot « Cream Cup »
- Abelmoschus manihot « Sunset »
- Abelmoschus moschatus « Pacific »
- Anacyclus radiatus
- Brugmansia arborea
- Brugmansia aurea
- Brugmansia ou Datura arboresce
- Brugmansia sanguinea
- Brugmansia suaveolens
- Brugmansia suaveolens
- Brugmansia versicolor
- Datura (Datura stramonium), herbe du diable toxique
-
NOMENCLATURE DES PLANTES AQUATIQUES
16
- Acorus gramineus « Variagatus »
- Caltha natans
- Euryale ferox
- Hydrocotyle
- Hydrocotyle americana
- Hydrocotyle bonariensis
- hydrocotyle formosa
- Hydrocotyle leucocephala
- Hydrocotyle mexicana
- Hydrocotyle quinqueloba
- Hydrocotyle ramiflora
- Hydrocotyle ranunculoides
- Hydrocotyle sibthorpioides
- Hydrocotyle verticillata
- Hydrocotyle vulgaris
- Isoetes bolanderi - Isoète de Bolander
- INTRODUCTION SUR LES PLANTES VIVACES 2
-
NOMENCLATURE DES PLANTES VIVACES
83
- Abelmoschus
- Abelmoschus esculentus
- Abelmoschus manihot
- Abelmoschus manihot "Cream Cut"
- Abelmoschus manihot « Sunset »
- Abelmoschus moschatus
- Abelmoschus moschatus « Pacific »
- Abronia
- Abronia alpinia
- Abronia fragrans
- Abronia latifolia
- Abronia maritima
- Abronia pogonantha
- Abronia umbellata
- Abronia villosa
- Abutilon ~ « Bella »
- Acaena
- Acaena argentea
- Acaena buchananii
- Acaena caesiiglauca
- Acaena inermis
- Acaena microphylla
- Acaena myriophylla
- Acaena novae-zelandiae
- Acaena ovalifolia
- Ajuga genevensis
- Alyssum murale
- Alyssum saxatile
- Amsonia ciliata
- Atropa belladonna (Belladone)
- Calochortus
- Chondrilla juncea - Chondrille à feuilles de joncs - Chondrille effilée - Chondrille à tige de jonc - Salade à bûches
- Cortaderia richardii (Herbe de la pampa)
- Cortaderia selloana (Herbe da la pampa) (gynerium)
- Doronicum clusii
- Echinops sphaerocephalus - Oursin à têtes rondes
- Gynura aurantiaca « Purple Passion »
- Helleborus (Ranunculaceae)
- Helleborus argutifolius - Hellébore de Corse
- Helleborus croaticus
- Helleborus dumetorum
- Helleborus foetidus
- Helleborus foetidus - Hellébore fétide
- Helleborus grandorfensis « Ice n'Roses White »
- Helleborus liguricus
- Helleborus lividus subsp. Corsicus
- Helleborus multifidus
- Helleborus multifidus subsp. Serbicus
- Helleborus niger
- Helleborus odorus
- Helleborus orientalis - Rose de carême
- Helleborus purpurascens - Hellébore pourpre
- Helleborus thibetanus
- Helleborus thibetanus
- Helleborus torquatus - Hellébore de Serbie
- Helleborus viridis - Hellébore vert
- Helleborus viridis subsp. Occidentalis
- Lespédéza
- Lycopodium annotinum
- Pelargonium citronellum
- Pelargonium crispum – Géranium odorant
- Pelargonium cucullatum - Géranium à feuilles en entonnoir
- Pelargonium fulgidum
- Pelargonium graveolens – Pélargonium rosat
- Pelargonium hederaefolium - Géranium lierre, Géranium des balcons
- Pelargonium X domesticum - Pélargonium des fleuristes, Pélargonium régal, Géranium à grandes fleurs
- Pelargonium ×hortorum – Pélargonium zonale
- Primula (primevère)
- Rheum (Rhubarbe)
- Rosa xanthina « Canary Bird »
- Ruta chalepensis - Rue de Chalep
- Symphytum (Consoude)
- Symphytum asperum - Consoude hérissée - Consoude rude
- Symphytum azureum - Consoude bleue
- Symphytum bulboseum - Consoude bulboseum
- Symphytum caucasicum - Consoude du Caucase
- Symphytum grandiflorum - Consoude à grandes fleurs
- Symphytum gussonei - Consoude gussonei
- Symphytum gussonei - Consoude gussonei
- Symphytum officinale - Consoude officinale
- Symphytum officinale - Consoude officinale
- Tanacetum vulgare (La Tanaisie commune)
- Tanacetum vulgare (La Tanaisie commune) (Chrysanthemum vulgare )
-
NOMENCLATURE DES ROSIERS
15
- Rosa moyesii « Geranium »
- Rosa rugosa « Hansa »
- Rosa x gallica « Complicata »
- Rosa xanthina « Canary Bird »
- Rosa « Belle Amour »
- Rosa « Celile Brünner »
- Rosa « Centenaire de Lourdes »
- Rosa « Clair Matin »
- Rosa « Claude Monet »
- Rosa « Duchesse de Brabant »
- Rosa « Elina »
- Rosa « Fluorescent »
- Rosa « Glamis Castle »
- Rosa « Graham Thomas »
- Rosa « Madame Caroline Testout »
- INTRODUCTION 0
Aujourd'hui
255 visiteurs - 2387 pages vues
Total
185951 visiteurs - 570086 pages vues
Contenu
Nombre de pages : 2877
Nombre de billets : 4
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Roussillon

Ciel dégagé
- Min: 7 °C
- Max: 11 °C
- Vent: 15 kmh 80°
- BOTANISTE JEAN-MARC GIL TOUT SUR LA BOTANIQUE /
- LA BOTANIQUE /
- LES MALADIES CRYPTOGAMIQUES /
- NOMENCLATURE DES MALADIES CRYPTOGAMIQUE /
- Colletotrichum acutatum
Colletotrichum acutatum
Identité
Nom : Colletotrichum acutatum Simmonds
Synonymes : Colletotrichum xanthii Halsted
Position taxonomique : Champignons: Ascomycètes: Polystigmatales (anamorphe probable)
Noms communs : anthracnose, tache noire (de fraise), maladie de l’escroc terminale (de
Pin), la frondaison des feuilles (de l'anémone et du céleri), la pourriture de la calotte
Anémone et céleri) (anglais)
Taches noires du fraisier (français)
Manchas negras del fresón (espagnol)
Notes sur la taxonomie et la nomenclature : La classification du genre Colletotrichum est
actuellement très insatisfaisant, et plusieurs espèces sont présentes sur le principal hôte économique
(Fraise) qui est régulièrement confondus. Outre C. acutatum
ioides, qui peuvent tous être
distingué par l'analyse des isoenzymes (Bonde et al ., 1991). Les études se poursuivent.
Colletotrichum xanthii semble être un nom antérieur pour C. acutatum, mais des recherches plus poussées sont nécessaires.
nécessaire avant son adoption dans les milieux de la phytopathologie.
Colletotrichum acutatum est une espèce de champignons ascomycètes de la famille des Glomerellaceae très répandue dans les régions tropicales et tempérées (répartition quasi-cosmopolite).
C'est l'une des espèces phytopathogènes parmi les plus importantes du genre Colletotrichum. Ce champignon est capable d'infecter de nombreuses plantes cultivées de grande importance économique, telles que le fraisier (Fragaria ×ananassa), les myrtilliers (Vaccinium spp.), l'amandier (Prunus dulcis), les agrumes (Citrus spp.), l'avocatier (Persea spp.), le manguier (Magnifera indica), l'olivier (Olea europaea), le pêcher (Prunus persica). Il provoque chez ces plantes, souvent conjointement avec une espèce voisine, Colletotrichum gloeosporioides, des « anthracnoses », particulièrement dommageables lorsqu'elles affectent les fruits.
C'est un champignon imparfait (asexué). La forme téléomorphe (sexuée) correspondante est identifiée comme étant Glomerella acutata, mais n'a jamais été isolée dans la nature mais seulement en laboratoire.
Colletotrichum acutatum
Symptômes de taches foliaires dues à Colletotrichum acutatum.
Colletotrichum acutatum
J.H.Simmonds 1968
Infections chez l'animal
Bien que ce champignon n'était jusqu'alors connu que comme agent phytopathogène, on a noté en 2002 un cas d'infection chez une espèce animale, la tortue de Kemp (Lepidochelys kempi). Un jeune spécimen de cette espèce de tortue, aux défenses immunitaires probablement affaiblies à la suite d'une hypothermie prolongée et qui s'était échouée au cap Cod en 1999, souffrait d'une infection mycosique diffuse des poumons et des reins due à Colletotrichum acutatum. L'infection d'une population d'insectes (cochenille de la pruche, Fiorina externa) a également été signalée dans le nord-est des États-Unis en 2008. Elle a été attribuée à un isolat particulier, baptisé Colletotrichum acutatum var. fioriniae var. nov.
Colletotrichum acutatum est un phytopathogène. C'est l'organisme qui cause la maladie fongique la plus destructrice au monde, l' anthracnose , des espèces de lupin . Il cause également la maladie La chute des fruits après la floraison de nombreuses variétés d’ agrumes , en particulier de Valence et d’oranges navel en Floride.
Hôte et symptômes
Colletotrichum acutatum a une large gamme d’hôtes, mais est surtout important pour les fraises. C. acutatum sur les fraises. L'agent pathogène provoque des taches noires sur les fruits, mais peut également être observé attaquant la plante au niveau de ses cimes, ses racines et ses feuilles. Après la plantation, le rabougrissement, le jaunissement et le flétrissement peuvent survenir. Les symptômes généraux de la maladie chez d'autres plantes peuvent également être observés sur les fleurs, les pétioles et les racines. Les tiges sont également un endroit privilégié pour observer les symptômes. Les lésions sur la tige peuvent apparaître de couleur foncée, de forme ovale et éventuellement avoir des taches immergées situées sur les pétioles et les patins. Une fois que C.acutatum a infecté ces parties de la plante, d’autres maladies peuvent se développer, telles que la pourriture de la couronne, la défoliation, la brûlure de la floraison et la pourriture des fruits. Malheureusement, la perte la plus significative peut être constatée une fois que le fruit est attaqué. Si le fruit est infecté, il développera de petites taches brunes (fruit vert) ou noires (fruit rouge) et pourra se développer à la surface du fruit.
Environnement
Cet agent pathogène a une large distribution géographique. Les souches de l'agent pathogène sont présentes dans divers climats du monde entier. La température peut affecter l'apparence des symptômes sur l'hôte. La température optimale pour la croissance de C. acutatum est de 25 degrés Celsius. Par exemple, par temps très humide, des spores de couleur orange apparaissent sur les lésions des hôtes. Spécifiquement dans les fraises, cette maladie semble être plus nocive dans les climats chauds. Le transfert de la maladie se produit lorsque les conidies sont propagées par l’eau, en particulier la pluie ou l’eau d’irrigation. Un autre moyen de contamination est le matériel infecté ou le vent.
Management
Contrôle culturel
L'assainissement est essentiel pour contrôler la maladie. Bien laver les installations en éliminant toute la saleté pourrait réduire les cas. Il a également été démontré que cette méthode réduisait les parasites tels que l'anthracnose. Un assainissement adéquat du matériel pourrait réduire l'exposition aux risques de contracter l'agent pathogène. Ce serait du matériel utilisé pour le transport, l'emballage, le stockage, etc. La rotation des cultures, ainsi que l'élimination des mauvaises herbes sont également utiles pour réduire l'agent pathogène dans le sol. L’élimination des mauvaises herbes du champ est une étape critique. L’agent pathogène sur les mauvaises herbes mortes pourrait toujours produire des spores.
Contrôle chimique
L'utilisation de fongicides est une méthode courante de lutte contre cette maladie. Les fongicides sont des fumigants utilisés pour réduire la quantité d'inoculum dans le sol. La chloropicine, un fongicide, a donné de bons résultats avec une application régulière. Malheureusement, le fait de ne compter que sur un seul fongicide peut accroître la tolérance à la maladie. En outre, le calendrier de la demande est très crucial. Si les applications sont mal programmées, la gravité de la maladie pourrait augmenter en raison de la perturbation des mécanismes de biocontrôle naturels et de la sensibilité accrue des cultures. La lutte antiparasitaire est également cruciale pour endiguer la maladie. Après la pluie ou l'irrigation, des symptômes de l'anthracnose peuvent apparaître. L'utilisation d'un fongicide foliaire peut aider à prévenir la propagation de la maladie et à réduire l'anthracnose.
Colletotrichum spp infecte une grande diversité d'hôtes, causant des maladies des plantes sur de nombreuses cultures économiquement importantes dans le monde. Le genre contient environ 189 espèces organisées en au moins 11 lignées phylogénétiques majeures, également appelées complexes d'espèces. Le complexe d'espèces Colletotrichum acutatum est un groupe de champignons phytopathogènes très divers mais relativement apparentés au sein de ce genre. Au sein du complexe d'espèces, nous trouvons une grande diversité de traits importants tels que la gamme d'hôtes et les préférences de l'hôte, le mode de reproduction et les différences dans la stratégie utilisée pour infecter leurs hôtes. Des recherches sur la génomique comparative des champignons ont tenté de trouver des corrélations entre ces traits et modèles d'évolution de la famille de gènes, mais de telles études comparent généralement des champignons de différents genres ou même de différents ordres de champignons. Le complexe d’espèces C. acutatum contient la plus grande partie de cette diversité au sein d’un groupe d’espèces relativement proches. Cet article de Perspective présente une revue des connaissances actuelles sur la phylogénie, la biologie et la pathologie de C. acutatum. Il démontre également que C. acutatum convient parfaitement à l'étude de l'évolution de la famille de gènes afin de mettre au jour des événements évolutifs du génome associés à l'évolution de caractères phénotypiques importants pour les interactions hôte.
Biologie du complexe d'espèces C. acutatum
De nombreuses espèces appartenant au genre Colletotrichum sont associées à des maladies des plantes, communément appelées anthracnose. Colletotrichum spp. peuvent affecter un large éventail d'hôtes et ces agents pathogènes sont caractérisés par une distribution globale. Pratiquement toutes les familles de plantes cultivées sont sensibles à une ou plusieurs espèces de Colletotrichum et il s’agit de l’un des champignons phytopathogènes les plus étudiés ( Prusky et al., 2000 ; Latunde-Dada, 2001 ; Dean et al., 2012 ). Parmi les hôtes communs figurent de nombreuses plantes dicotylédones telles que la fraise, la pomme, les agrumes et les fruits à noyau, ainsi que les principales céréales telles que le maïs et le sorgho. Les membres de ce genre produisent des pertes de récolte pouvant atteindre 100% dans beaucoup de ces aliments de base ( Bailey et Jeger, 1992 ; Prusky et al., 2000 ; Talhinhas et al., 2005 ; Cannon et al., 2012 ).
Les espèces de Colletotrichum utilisent une grande diversité d'approches pour coloniser et obtenir des nutriments de leurs hôtes, allant des biotrophes aux nectrotropes, en passant par les hémibiotrophes aux endophytes, entre autres ( Bailey et Jeger, 1992 ; Perfect et al., 1999 ; Rodriguez et Redman, 2008 ; Vargas et al., 2012 ; Prusky et al., 2013 ). Plusieurs Colletotrichum spp. sont bien connus comme modèles d'étude de l'hémibiotrophie ( Bergstrom et Nicholson, 1999 ; Perfect et al., 1999 ; Münch et al., 2008 ; O'Connell et al., 2012 ; Vargas et al., 2012 ). Les hémibiotrophes infectent initialement par une brève phase biotrophe, qui est associée à la production de grands hyphes primaires intracellulaires capables d'infecter les cellules hôtes sans provoquer de mort cellulaire. Plus tard, ils passent à une phase nécrotrophe au cours de laquelle se produisent des hyphes secondaires plus étroits qui se propagent dans le tissu hôte, provoquant des lésions nécrotiques (Perfect et al., 1999). La communauté scientifique étudie depuis longtemps les processus biomoléculaires régulant ce mode de vie, en particulier ceux liés au passage de la biotrophie à la nécrotrophie ( Dufresne et al., 2000 ; Thon et al., 2002 ; Wharton et Diéguez-Uribeondo, 2004 ; Peres et al. , 2004) . ., 2005 ; O'Connell et al., 2012 ).
Le genre Colletotrichum a subi de fréquents changements taxonomiques au cours des dernières décennies avec la fusion et l'ajout de nombreuses espèces. Les concepts d'espèce sont encore en pleine mutation, mais plusieurs grands clades monophylétiques, ou complexes d'espèces, sont maintenant reconnus ( Cannon et al., 2012 ). Une étude récente fournit un compte rendu des 189 espèces actuellement acceptées subdivisées en 11 complexes d'espèces et 23 espèces uniques ( Jayawardena et al., 2016 ).
Colletotrichum acutatum a été identifié par Simmonds ( 1965 ) et validé par le même auteur dans Simmonds (1968) . Depuis lors, un nombre croissant de champignons ont été attribués à C. acutatum. Cela reposait soit sur l'identification de nouvelles espèces, soit sur la reclassification d'autres espèces, principalement de C. gloeosporioides , présentant une grande similarité morphologique et un spectre d'hôtes se chevauchant ( Peres et al., 2005 ; Sreenivasaprasad et Talhinhas, 2005 ). . En fait, alors qu'environ 7% de la littérature scientifique traitant de Colletotrichum au cours d'une période de 10 ans allant de 1991 à 2000 traitait de C. acutatum, cette proportion est passée à 18% au cours de la décennie suivante (d'après une recherche effectuée par ISI Web of Science en 1839). Publications entre 1991 et 2010 contenant « Colletotrichum » dans le titre), décrivant C. acutatum comme une entité «populaire».
La diversité parmi les isolats de C. acutatum est reconnue depuis longtemps (variabilité allant jusqu'à 4% dans les séquences d'ADNr-ITS), mais une comparaison avec des taxons voisins a clairement montré qu'il s'agissait d'un groupe monophylétique ( Sreenivasaprasad et al., 1996 ; Damm et al., 2012). ; Baroncelli et al., 2016 ). Plusieurs groupes intra-spécifiques ont été établis au sein de C. acutatum sur la base de données morphologiques, physiologiques, sexuelles et moléculaires (révisés par Sreenivasaprasad et Talhinhas, 2005 ). Ils ont été regroupés en huit groupes (A1 à A8) sur la base de l’ADNr-ITS. et les analyses de séquence de β-tubuline 2 (TUB2) ( Sreenivasaprasad et Talhinhas, 2005 ). À ce jour, 34 espèces sont acceptées ( Damm et al., 2012 ; Huang et al., 2013 ; Crous et al., 2015 ; Bragança et al., 2016 ; Jayawardena et al., 2016 ; de Silva et al., 2017 ). et comprennent ce qu'on appelle maintenant le complexe d'espèces C. acutatum . Les complexes d'espèces sont des désignations informelles largement utilisées dans le genre Colletotrichum afin d'agréger le nombre considérable et croissant (par exemple, Pardo-de la Hoz et al., 2016 ) d'espèces décrites, reconnaissant des groupes sous-génériques monophylétiques. Cependant, le nombre d'espèces devrait augmenter en raison de la grande variabilité génétique du système et du nombre croissant d'études de population révélant des souches n'appartenant à aucune des espèces décrites précédemment. La désignation d'infragénériques pour tenir compte de ce que l'on considère désormais comme des complexes d'espèces du genre Colletotrichum éviterait des confusions telles que celle existant entre C. acutatum sl. et C. acutatum ss Ces 34 espèces sont regroupées en cinq clades (Figure 1), dont deux de diversité étroite (clades 3 et 4), tandis que les trois autres contiennent au moins huit espèces chacune, les clades 2 et 5 englobant les plus grands. diversité génétique au sein du complexe d'espèces de C. acutatum.
Synonymes
Selon Catalogue of Life (16 août 2015) :
- Colletotrichum acutatum var. acutatum J.H. Simmonds 1968
- Colletotrichum acutatum f. acutatum J.H. Simmonds 1968
- Colletotrichum acutatum hakeae Lubbe, Denman, P.F. Cannon, J.Z. Groenew., Lampr. & Crous 2004
- Colletotrichum acutatum f. pineum Arx 1981 (synonyme)
- Colletotrichum acutatum pineum Dingley & J.W. Gilmour 1972
- Colletotrichum fructigenum
- Glomerella acutata Guerber & J.C. Correll 2001 (téléomorphe)
- Glomerella acutata var. acutata Guerber & J.C. Correll 2001
- Glomerella acutata var. fioriniae Marcelino & Gouli 2008
- Glomerella fioriniae (Marcelino & Gouli) R.G. Shivas & Y.P. Tan 2009
Colletotrichum acutatum est reconnu comme un agent pathogène important de l’anthracnose chez un large éventail de plantes hôtes dans le monde. De nombreuses études ont signalé des sous-groupes au sein du complexe d’espèces C. acutatum. Multilocus moléculaire analyse phylogénétique (ITS, ACT, TUB2, CHS-1, GAPDH, HIS3) de 331 souches précédemment identifiées comme C. acutatum et connexes à des taxons , y compris souches de nombreux hôtes avec larges distributions géographiques, confirmé les groupes moléculaires précédemment reconnus et identifié une série de nouveaux taxons. Trente et une espèces sont acceptées, dont 21 n’avaient pas été reconnues auparavant. Colletotrichum orchidophilum grappes basales au complexe d’espèces C. acutatum. Ce complexe présente une grande diversité phénotypique et certaines espèces semblent préférer des hôtes ou des régions géographiques spécifiques. D'autres semblent être plurivores et sont présents dans plusieurs régions. Dans cette étude, seuls C. salicis et C. rhombiforme ont formé des morphes sexuels en culture, bien que des morphes sexuels aient été décrits chez d'autres taxons (en particulier des croisements de laboratoire) et qu'il existe des preuves d' hybridation entre espèces différentes. Une espèce de morphologie similaire à C. acutatum mais n'appartenant pas à ce complexe d'espèces a également été décrite ici comme nouvelle, à savoir C. pseudoacutatum.
HÔTES
L'espèce a une gamme d'hôtes très large, mais est économiquement la plus importante sur les fraises
(Fragaria ananassa.
Anémone coronaria pommes (Malus pumila), aubergines.
(Solanum melongena), avocats (Persea americana), Camellia spp. Capsicum annuum,
Ceanothus spp. Céleri (Apium graveolens), café (Coffea arabica), goyaves (Psidium)
(guajava), olives (Olea europea), papayes (Carica papaya), Pinus (en particulier P. radiata
et P. elliottii), des tamarillos (Cyphomandra betacea), des tomates (Lycopersicon esculentum),
Tsuga heterophylla et Zinnia spp.
Colletotrichum acutatum peut apparemment affecter presque toutes les plantes à fleurs, en particulier.
Régions tempérées chaudes ou tropicales, bien que sa gamme d'hôtes ait besoin d'être clarifiée.
Il a rarement été observé sur des terres autres que des terres agricoles ou forestières.
Colletotrichum orchidophilum a été utilisé en tant que groupe externe.
Les membres du complexe d'espèces C. acutatum ont été bien documentés auprès d'hôtes agricoles et naturels dans le monde entier (Peres et al., 2005 ; Sreenivasaprasad et Talhinhas, 2005). Le complexe d'espèces a une très large gamme d'hôtes. Des méta-analyses ont révélé que des souches de C. acutatum sl étaient associées à des infections sur des centaines d'espèces appartenant à plus de 90 genres de plantes (Magnoliophyta: monocotylédones et dicotylédones, Pinophyta et Pteridophyta), ainsi qu'au moins deux espèces d'insectes ( Marcelino et al. ., 2008 ; Mascarin et al., 2016 ) et dans quelques cas également avec des écosystèmes marins (Manire et al., 2002 ; Namikoshi et al., 2002). Il semble y avoir peu ou pas de preuve de co-évolution hôte / agent pathogène. Cela est particulièrement vrai dans les systèmes fruitiers cultivés tels que les fraises et les olives qui sont sensibles à de nombreux membres du complexe d'espèces ( Baroncelli et al., 2015b ; Talhinhas et al., 2015 ). Bien que le complexe d'espèces C. acutatum soit considéré comme polyphage, il a été démontré que l'agent pathogène anthracnose du lupin formait un groupe bien défini, homogène et spécifique à l'hôte, contrairement à d'autres groupes hétérogènes et polyphages ( Talhinhas et al., 2016 ). Une situation similaire s'applique au carthame (Carthamus tinctorius), dans la mesure où seules les souches appartenant à C. chrysanthemi étaient pathogènes pour le carthame. Les souches génétiquement très proches mais appartenant à différentes espèces n'étaient pas pathogènes sur le même hôte ( Baroncelli et al., 2015a ).Parmi les autres membres du complexe d'espèces présentant une relation étroite avec un hôte spécifique, citons C. phormii pathogène pour Phormium spp. un monocot originaire de Nouvelle-Zélande et C. tamarilloi, l'agent responsable de l'anthracnose du tamarillo (Solanum betaceum) ( Baroncelli, 2012 ; Damm et al., 2012 ).
Les modes de vie des membres du complexe d'espèces de C. acutatum dépendent de nombreux facteurs, notamment l'hôte, le tissu hôte infecté et l'environnement ( Redman et al., 2001 ; Dieguez-Uribeondo et al., 2005 ; Peres et al., 2005) . 2005 ). Par exemple, sur les pommes (Malus domestica), les membres du complexe d'espèces C. acutatum provoquent des lésions nécrotiques des fruits mais ne provoquent aucun symptôme sur les feuilles (Peres et al., 2005). Sur l'orange douce, l'agent pathogène joue le rôle de nécrotrophe sur les fleurs et de biotrophe sur les feuilles (Peres et al., 2005). Sur l’olive, au moins six Colletotrichum spp. sont associés à l'anthracnose, le plus souvent C. nymphaeae , C. godetiae et C. acutatum ( Talhinhas et al., 2005 , 2009 ). Lors de la pénétration des fruits mûrs, ces espèces ont une courte phase biotrophe représentée par des hyphes primaires multi-lobés, suivis d'un stade nécrotrophe étendu, conduisant à des symptômes de la maladie. Sur les feuilles et les branches de l'olivier, le champignon est le plus souvent asymptomatique mais capable de croissance épiphyte et de sporulation ( Talhinhas et al., 2011 ). Colletotrichum nymphaeae est également un entomopathogène infectant l'insecte à l'échelle citrus orthezia, Praelongorthezia praelonga ( Mascarin et al., 2016 ), tandis que C. fioriniae est pathogène vis-à-vis de l'insecte Fiorinia externa ( Marcelino et al., 2008 ).
Sur certains fruits, comme les pommes et les bleuets (Vaccinium spp.), Des membres du complexe d'espèces C. acutatum provoquent des maladies avant et après la récolte ( Milholland, 1995 ; Jones et al., 1996 ; Shi et al., 1996) . 1996 ). Sur ces plantes, des infections asymptomatiques et quiescentes se produisent sur les fruits non mûrs et commencent à développer des lésions nécrotiques à mesure que les fruits mûrissent (Alkan et al., 2015 ). Il existe de nombreux autres exemples de pourriture après récolte sur des fruits tels que les pêches (Prunus persica), les amandes (Prunus dulcis), les avocats (Persea americana ), les mangues (Mangifera indica), les papayes (Carica papaya) et les goyaves (Psidium guajava). qui se développent à partir d’infections quiescentes apparues sur le terrain (Agostini et al., 1992 ; Freeman et Shabi, 1996 ; Smith, 1998 ; Afanador-Kafuri et al., 2003).
La reproduction sexuée a été identifiée chez certaines espèces de Colletotrichum, mais pour la plupart d'entre elles, seul l'anamorphe est connu ( Carvajal et Edgerton, 1944 ; Politis, 1975 ; Guerber et Correll, 2001 ). Des analyses in vitro ont montré que certaines espèces de C. acutatum sont hétérothalliques, nécessitant deux souches de types sexuels opposés pour compléter le cycle sexuel ( Guerber et Correll, 2001 ), tandis que d’autres sont homothalliques, capables de se reproduire sexuellement sans une seconde souche ( Talgø et al. ., 2007 ; LoBuglio et Pfister, 2008 ; Baroncelli, 2012 ; Damm et al., 2012 ). Les analyses phylogénétiques suggèrent également une relation étroite entre les lignées monophylétiques et le comportement sexuel ( Baroncelli, 2012 ). Dans ce cas, un ancêtre homothallique hypothétique et deux événements spécifiques à une lignée: le premier étant l'acquisition de la capacité hétérothallique dans des lignées spécifiques et le second, la perte complète du comportement d'accouplement dans d'autres lignages. Ainsi, C. acutatum sl est un système approprié pour étudier les bases génétiques des systèmes d’accouplement de champignons et l’effet du comportement sexuel sur l’architecture du génome, l’adaptation écologique et les schémas d’association hôtes.
Colletotrichum acutatum sl montre également une répartition géographique mondiale. Les souches appartenant à ces taxons sont présentes dans diverses zones climatiques à travers le monde (Sreenivasaprasad et Talhinhas, 2005 ; Damm et al., 2012). Même si différentes zones géographiques montrent des tendances particulières dans la répartition de la population, aucun lien étroit entre les groupes génétiques ou les populations et leur répartition n’a encore été démontré. Cependant, les résultats d'études précédentes suggèrent que l'Océanie est l'origine possible du complexe et en particulier du clade 5 (Baroncelli, 2012). Cette région présente le plus haut niveau de variabilité et les souches étroitement liées à une population ancestrale hypothétique sont principalement réparties en Australie et en Nouvelle-Zélande. La faible variabilité génétique du clade 1 et la présence de toutes les souches qui ne peuvent pas être attribuées aux espèces désignées pourraient refléter un processus de spéciation en cours. Le clade 1 est probablement originaire d'Amérique du Sud car cette origine géographique présente la plus grande diversité au sein du clade et de nouveaux groupes et espèces génétiques ont récemment été décrits dans cette région. Il est intéressant de noter que seul C. lupini, en tant que membre de Clade 1, s'est répandu dans le monde entier (au cours des dernières décennies), alors que tous les autres rapports sont principalement confinés en Amérique du Sud. Il est tentant de spéculer sur une relation de cause à effet entre la capacité d'une population spécifique à infecter les lupins et sa propagation dans le monde entier, d'autant plus que C. lupini est un agent pathogène né de la graine (Talhinhas et al., 2016). Le clade 4 est représenté uniquement par C. acutatum sensu stricto [c'est-à-dire le champignon identifié par Simmonds (1965) en Australie comme étant l'holotype]. Les populations qui se regroupent dans ce taxon présentent une diversité limitée, mais on peut néanmoins les trouver sur un nombre relativement important d'hôtes, principalement en Océanie et en Afrique ( Sreenivasaprasad et Talhinhas, 2005 ), bien que ce champignon soit récemment apparu comme un agent pathogène associé à l'anthracnose de l'olivier. ainsi que C. nymphaeae et C. godetiae, dans plusieurs pays méditerranéens (Talhinhas et al., 2009 ; Mosca et al., 2014 ; Chattaoui et al., 2016), suggérant des mouvements des populations d'agents pathogènes à l'échelle mondiale.
La tendance évolutive générale émergeant dans le complexe d'espèces de C. acutatum semble être celle de populations distinctes subissant des changements clairs dans leur schéma d'association avec l'hôte. Cela pourrait également suggérer un rôle de commutation dans le comportement d'accouplement et des changements dans les modèles d'association des hôtes. La survenue d'un hétérothallisme semble avoir influencé la diversité de la gamme d'hôtes. En revanche, les isolats capables d'homothallisme (C. salicis et C. phormii ) ont une gamme étroite d'hôtes. La tendance évolutive suggère que la capacité des populations à échanger des informations génétiques conduit à un réarrangement au niveau génomique augmentant la plasticité du génome et le spectre hôte de ce pathogène.
Génomique Colletotrichum
Les séquences du génome de 28 espèces de Colletotrichum ont été publiées ces dernières années et des études génomiques comparatives ont été axées sur les gènes associés à la pathogénicité (Gan et al., 2013), spécialisation d'hôte (Baroncelli et al., 2016 ; Gan et al., 2016).), transition de mode de vie entre biotrophie et nécrotrophie (O'Connell et al., 2012) et plus récemment entre modes de vie endophytique et parasitaire (Hacquard et al., 2016 ; Hiruma et al., 2016 ). Des analyses comparatives des sécrétomes ont révélé que la majorité des protéines sécrétées prévues avaient une activité enzymatique, dont beaucoup sont des effecteurs candidats ( O'Connell et al., 2012 ; Gan et al., 2013 ; Baroncelli et al., 2016 ; Sanz-Martín et al., 2016 ). La gamme d'hôtes de Colletotrichum spp. semble être associé à une perte ou à un gain de gènes dans des familles telles que celles codant pour des enzymes à activité glucidique (CAZymes) et des protéases ( Baroncelli et al., 2016 ). En particulier, les familles de gènes codant pour les protéases et les enzymes dégradant les glucides sont fortement développées dans Colletotrichum par rapport aux autres Sordariomycètes ( Gan et al., 2013 ; Baroncelli et 2016, ), ce qui suggère une importance accrue de ces familles de gènes dans Colletotrichum spp processus d'infection. Des expériences de profilage transcriptionnel ont également révélé que CAZymes, ainsi que d’autres classes de protéines sécrétées, étaient fortement modulées au cours du processus d’infection, ce qui les impliquait davantage en tant qu’acteurs importants de la pathogénicité (Kleemann et al., 2012 ; O'Connell et al., 2012).
Une autre caractéristique importante qui ressort des études comparatives est que le mode de vie et la préférence de l'hôte ne sont pas corrélés aux relations phylogénétiques ( Baroncelli et al., 2016 ; Gan et al., 2016 ). Une comparaison des génomes de l'endophyte C. tofieldiae et de l'agent pathogène étroitement apparenté C. incanum a révélé que le passage à un mode de vie endophytique était associé à une réduction du nombre d'effecteurs prédits et à une expansion des protéines liées à la chitine et au métabolisme secondaire ( Hacquard et al., 2016 ). En revanche, les membres des complexes d'espèces C. acutatum et C. gloeosporioides apparentés de manière relativement éloignée ont des répertoires remarquablement similaires d'enzymes et de protéases sécrétées par les glucides ( Baroncelli et al., 2016 ).Cette observation suggère que ces familles de gènes ont évolué récemment et indépendamment dans ces deux lignées phylogénétiquement séparées ( Baroncelli et al., 2016 ; Gan et al., 2016 ). D'autres analyses comparatives des génomes du complexe d'espèces de C. acutatum ont révélé que les protéines de type nécrose et induisant de l'éthylène-peptide 1 étaient deux fois plus abondantes que les autres champignons étudiés. Le grand nombre de ces gènes associés aux réponses associées à la nécrose des feuilles et à l'immunité chez les plantes dicotylédones ferait du complexe d'espèces C. acutatum un système modèle pour étudier leur rôle biologique et leur évolution ( Baroncelli et al., 2016 ).
Le complexe d'espèces C. acutatum comme modèle d'étude de l'évolution des agents pathogènes des plantes
Récemment, les génomes de plus de 20 espèces de Colletotrichum ont été séquencés ( O'Connell et al., 2012 ; Alkan et al., 2013 ; Gan et al., 2013 , 2016 , 2017 ; Baroncelli et al., 2014a , b , 2016 ; Hacquard et al., 2016 ; Han et al., 2016 ; Hiruma et al., 2016 ; Queiroz et al., 2017 ), révélant une diversité énorme en termes d'architecture génomique et de contenu en gènes. Bien que la plupart des études aient porté sur la comparaison de lignées très éloignées, elles démontrent également la nécessité d'un échantillonnage taxonomique à haute résolution afin de mieux comprendre l'évolution des génomes fongiques et l'association possible avec des caractères phénotypiques tels que la gamme d'hôtes, le mode de vie pathogène et la stratégie de reproduction. Dans ce contexte, le complexe d'espèces C. acutatum constitue un bon système modèle, offrant une variété de lignées évolutives étroitement apparentées présentant différentes caractéristiques phénotypiques. Le passage entre hôtes mono et dicotylédones intervenu dans le clade 5 (Figure 1 ) en donne un exemple. La génomique comparée et la transcriptomique d'espèces divergentes tardives adaptées à différents hôtes pourraient nous aider à mieux comprendre les bases génomiques impliquées dans ce changement d'hôte. Un autre exemple est fourni par la spécialisation d’hôte de certaines lignées sur un hôte spécifique tel que C. lupini . La diversité biologique du complexe d'espèces de C. acutatum et la présence d'espèces très étroitement apparentées présentant des caractéristiques différentes telles que la gamme d'hôtes, le spectre et le comportement d'accouplement font de C. acutatum un modèle approprié pour étudier les signatures génomiques associées à des modifications de caractères phénotypiques importants de champignons phytopathogènes.
Matériaux et méthodes
Les séquences des gènes utilisés pour les analyses phylogénétiques (ITS, GAPDH, CHS-1, HIS3, ACT, TUB2) ont été extraites de bases de données publiques (tableau complémentaire S1 ). Des alignements multiples de séquences ont été réalisés avec MAFFT v. 7.304 (Katoh et Standley, 2013) ont été exportés vers MEGA7 ( Kumar et al., 2016 ), où les modèles de substitution les mieux adaptés ont été calculés pour chaque jeu de données de séquence séparé. L’alignement concaténé multilocus a été réalisé avec Geneious 10.2.2 (Kearse et al., 2012 ).Un algorithme de Monte-Carlo en chaîne de Markov a été utilisé pour générer des arbres phylogénétiques avec des probabilités bayésiennes en utilisant MrBayes 3.2.1 (Ronquist et Huelsenbeck, 2003) pour l'alignement de séquence combiné. Des modèles de substitution de nucléotides pour chaque gène déterminés par MEGA7 ont été utilisés pour chaque locus. L'analyse dans Mr Bayes a porté sur 5 ∗ 10 générations pour atteindre une valeur P inférieure à 0,01 avec deux recherches parallèles utilisant trois chaînes de Markov chauffées et une chaîne froide échantillonnées toutes les 100 générations, et 25% des générations ont été rejetées comme brûlées.
Colletotrichum spp infecter une grande diversité d'hôtes, causant des maladies des plantes sur de nombreuses cultures économiquement importantes dans le monde. Le genre contient environ 189 espèces organisées en au moins 11 lignées phylogénétiques majeures, également appelées complexes d'espèces. Le complexe d'espèces Colletotrichum acutatum est un groupe de champignons phytopathogènes très divers mais relativement apparentés au sein de ce genre. Au sein du complexe d'espèces, nous trouvons une grande diversité de traits importants tels que la gamme d'hôtes et les préférences de l'hôte, le mode de reproduction et les différences dans la stratégie utilisée pour infecter leurs hôtes. Des recherches sur la génomique comparative des champignons ont tenté de trouver des corrélations entre ces traits et modèles d'évolution de la famille de gènes, mais de telles études comparent généralement des champignons de différents genres ou même de différents ordres de champignons. Le complexe d’espèces C. acutatum contient la plus grande partie de cette diversité au sein d’un groupe d’espèces relativement proches. Cet article de Perspective présente une revue des connaissances actuelles sur la phylogénie, la biologie et la pathologie de C. acutatum. Il démontre également que C. acutatum convient parfaitement à l'étude de l'évolution de la famille de gènes afin de mettre au jour des événements évolutifs du génome associés à l'évolution de caractères phénotypiques importants pour les interactions hôte.
Mots-clés: Colletotrichum acutatum, évolution, mode de vie fongique, pouvoir pathogène, anthracnose.
Biologie du complexe d'espèces C. acutatum
De nombreuses espèces appartenant au genre Colletotrichum sont associées à des maladies des plantes, communément appelées anthracnose. Colletotrichum spp peuvent affecter un large éventail d'hôtes et ces agents pathogènes sont caractérisés par une distribution globale. Pratiquement toutes les familles de plantes cultivées sont sensibles à une ou plusieurs espèces de Colletotrichum et il s’agit de l’un des champignons phytopathogènes les plus étudiés ( Prusky et al., 2000 ; Latunde-Dada, 2001 ; Dean et al., 2012 ). Parmi les hôtes communs figurent de nombreuses plantes dicotylédones telles que la fraise, la pomme, les agrumes et les fruits à noyau, ainsi que les principales céréales telles que le maïs et le sorgho. Les membres de ce genre produisent des pertes de récolte pouvant atteindre 100% dans beaucoup de ces aliments de base ( Bailey et Jeger, 1992 ; Prusky et al., 2000 ; Talhinhas et al., 2005 ; Cannon et al., 2012 ).
Les espèces de Colletotrichum utilisent une grande diversité d'approches pour coloniser et obtenir des nutriments de leurs hôtes, allant des biotrophes aux nectrotropes, en passant par les hémibiotrophes aux endophytes, entre autres ( Bailey et Jeger, 1992 ; Perfect et al., 1999 ; Rodriguez et Redman, 2008 ; Vargas et al., 2012 ; Prusky et al., 2013 ). Plusieurs Colletotrichum spp. sont bien connus comme modèles d'étude de l'hémibiotrophie ( Bergstrom et Nicholson, 1999 ; Perfect et al., 1999 ; Münch et al., 2008 ; O'Connell et al., 2012 ; Vargas et al., 2012 ). Les hémibiotrophes infectent initialement par une brève phase biotrophe, qui est associée à la production de grands hyphes primaires intracellulaires capables d'infecter les cellules hôtes sans provoquer de mort cellulaire. Plus tard, ils passent à une phase nécrotrophe au cours de laquelle se produisent des hyphes secondaires plus étroits qui se propagent dans le tissu hôte, provoquant des lésions nécrotiques ( Perfect et al., 1999 ). La communauté scientifique étudie depuis longtemps les processus biomoléculaires régulant ce mode de vie, en particulier ceux liés au passage de la biotrophie à la nécrotrophie ( Dufresne et al., 2000 ; Thon et al., 2002 ; Wharton et Diéguez-Uribeondo, 2004 ; Peres et al., 2004) . . 2005 ; O'Connell et al., 2012 ).
Le genre Colletotrichum a subi de fréquents changements taxonomiques au cours des dernières décennies avec la fusion et l'ajout de nombreuses espèces. Les concepts d'espèce sont encore en pleine mutation, mais plusieurs grands clades monophylétiques, ou complexes d'espèces, sont maintenant reconnus (Cannon et al., 2012). Une étude récente fournit un compte rendu des 189 espèces actuellement acceptées subdivisées en 11 complexes d'espèces et 23 espèces uniques (Jayawardena et al. 2016).
Colletotrichum acutatum a été identifié par Simmonds () et validé par le même auteur dans Simmonds (1968) . Depuis lors, un nombre croissant de champignons ont été attribués à C. acutatum. Cela reposait soit sur l'identification de nouvelles espèces, soit sur la reclassification d'autres espèces, principalement de C. gloeosporioides , présentant une grande similarité morphologique et un spectre d'hôtes se chevauchant ( Peres et al., 2005 ; Sreenivasaprasad et Talhinhas, 2005 ). . En fait, alors qu'environ 7% de la littérature scientifique traitant de Colletotrichum au cours d'une période de 10 ans allant de 1991 à 2000 traitait de C. acutatum, cette proportion est passée à 18% au cours de la décennie suivante (d'après une recherche effectuée par ISI Web of Science en 1839). Publications entre 1991 et 2010 contenant « Colletotrichum » dans le titre), décrivant C. acutatum comme une entité «populaire».
La diversité parmi les isolats de C. acutatum est reconnue depuis longtemps (variabilité allant jusqu'à 4% dans les séquences d'ADNr-ITS), mais une comparaison avec des taxons voisins a clairement montré qu'il s'agissait d'un groupe monophylétique ( Sreenivasaprasad et al., 1996 ; Damm et al., 2012). ; Baroncelli et al., 2016 ). Plusieurs groupes intra-spécifiques ont été établis au sein de C. acutatum sur la base de données morphologiques, physiologiques, sexuelles et moléculaires (révisés par Sreenivasaprasad et Talhinhas, 2005 ). Ils ont été regroupés en huit groupes (A1 à A8) sur la base de l’ADNr-ITS. et les analyses de séquence de β-tubuline 2 (TUB2) ( Sreenivasaprasad et Talhinhas, 2005 ). À ce jour, 34 espèces sont acceptées ( Damm et al., 2012 ; Huang et al., 2013 ; Crous et al., 2015 ; Bragança et al., 2016 ; Jayawardena et al., 2016 ; de Silva et al., 2017 ). et comprennent ce qu'on appelle maintenant le complexe d'espèces C. acutatum. Les complexes d'espèces sont des désignations informelles largement utilisées dans le genre Colletotrichum afin d'agréger le nombre considérable et croissant (par exemple, Pardo-de la Hoz et al., 2016 ) d'espèces décrites, reconnaissant des groupes sous-génériques monophylétiques. Cependant, le nombre d'espèces devrait augmenter en raison de la grande variabilité génétique du système et du nombre croissant d'études de population révélant des souches n'appartenant à aucune des espèces décrites précédemment. La désignation d'infragénériques pour tenir compte de ce que l'on considère désormais comme des complexes d'espèces du genre Colletotrichum éviterait des confusions telles que celle existant entre C. acutatum sl . et C. acutatum ss Ces 34 espèces sont regroupées en cinq clades (Figure 1 1 ), dont deux de diversité étroite (clades 3 et 4), tandis que les trois autres contiennent au moins huit espèces chacune, les clades 2 et 5 englobant la plus grande diversité génétique au sein du complexe d'espèces de C. acutatum .