-
GLOSSAIRE
614
- A.D.N.
- ABA
- ABATOL
- ABATOUL
- ABATTIS
- ABAXIAL
- ABERRANT
- ABIÉTAIE
- ABIOTIQUE
- ABLASTIE
- ABORIGÈNE
- ABORNEMENT
- ABORTIF
- ABREVIE
- ABRICOT
- ABRUPT
- ABRUPTEMENT
- ABRUPTINERVÉ
- ABRUPTIPENNÉE
- ABSCISE
- ABSCISSE
- ABSCISSION
- ABSCISSIQUE (ACIDE)
- ABSORBANT
- ABYSSALE
- ABYSSE
- ACAHUAL
- ACALICALE
- ACALICULÉ
- ACANTHAIRE
- ACANTHÉ
- ACANTHOCARPE
- ACANTHOCLADE
- ACANTHOPHORE
- ACANTHOPODE
- ACAROCÉCIDIES
- ACAULE
- ACAULESCENT
- ACCESCENT
- ACCOMMODAT
- ACÉTYLCHOLINE
- ACÉTYLE
- ACICULE
- ACIDE ASCORBIQUE
- ACRONYMIE
- ACROTONIE
- ACTINOMORPHE
- ACTINOPODA
- ACUMINE
- ADAXIAL
- ADENOCARCINOME
- ADN ribosomique
- ADULTE (FEUILLE)
- ADVENTICE
- AÉROBIE
- AÉROHALIN
- Aesculus hippocastanum « Paras
- AGAMOSPERMIE
- AGAMOSPERMIE GAMETOPHYTE
- AGAMOSPERMIE SPOROPHYTIQUE
- AGENT PHYTOPATHOGENE
- AIGUILLON
- AKÈNE
- ALBUMEN
- ALCALOÏDE
- ALCALOÏDE PYRROLIZIDINIQUE
- ALCALOÏDE TROPANIQUE
- ALLANTOÏNE
- ALLELE
- ALLERGENE
- ALLERGENICITER
- ALUMINOSILICATE
- AMIBOÏDE
- AMIDON
- AMINE
- AMOEBOZOA
- AMPHIBIA
- AMPHIHALIN
- AMPHITONIE
- AMPHITROPE
- AMPHIXÉNOSE
- AMYLACE
- ANABIOSE
- ANAÉROBIE
- ANAPHASE
- ANASTOMOSE
- ANATROPE
- ANDROCEE
- ANDROMONOIQUE
- ANEMOGAME
- ANGIOSPERME
- ANION
- ANISOCLADIE
- ANISOCYTIQUE
- ANISOPHYLLIE
- ANOMOCYTIQUE
- ANTERIEUR
- ANTHERE
- ANTHOCEROTOPHYTA
- ANTHOPHYTE
- ANTHROPISÉ
- ANTHROPOZOONOSE
- ANTICHOLINERGIQUE
- ANTIGÈNE
- APANAGE
- APEIRON
- APERTURE
- APEX
- APICAL
- APICULE
- APOMIXIES
- APOSÉMATISME
- APOSPORIE
- APPRESSORIA
- ARABINOSE
- ARCHAEA
- ARCHAEPLASTIDA
- ARCHÉGONE
- ARILLE
- ARTHROPODA – ARTHROPODE
- ASCOMYCÈTE
- ASYMÉTRIE
- ATOME
- ATYPIQUE
- AUTOGAME
- AUTOGAMIE
- AUTOHÉMORRHÉE
- AUTOÏQUE
- AUTOSOME
- AUTOTROPHE
- AUTOTROPHIE
- AVOCYTE
- AXILLAIRE
- AXONÈME
- AZOLE
- BACILLE – FORME
- BACTÉRIE
- BACTÉRIOCÉCIDIES
- BAIE
- BASALTE
- BASALTIQUE
- BASILAIRE
- BASITONIE
- BIFACIALE
- BIFLAGELLÉ
- BIOCHIMIE
- BIODIVERSITÉ
- BIOLOGIE
- BIOMINÉRALISATION
- BIOSPHÈRE
- BIOTOPE
- BIOTROPHIQUE
- BIOVAR
- BIVOLTINE
- BOCAGE
- BORE
- BOTANIQUE
- BRACTEE
- BROME
- BRYOPHYTA
- BRYOPHYTE
- CABOSSE
- CADUCIFOLIÉE
- CAECOTROPHIE
- CALCIUM
- CALICE
- CAMBIUM
- CAMBRIEN
- CAMPYLOTROPE
- CANALICULE
- CAPSULE
- CARPELLE
- CARPOPHORE
- CARYOCINÈSE
- CARYOPSE
- CARYOTYPE
- CASÉINE
- CATION
- CAULINAIRE
- CÉCIDIE
- CÉCIDOGÈNE
- CELLULE (biologie)
- CELLULE GERMINALE
- CELLULE SOMATIQUE
- CELLULOLYTIQUE
- CELLULOSE
- CEMAGREF - INSTITUT NATIONAL DE RECHERCHE EN SCIENCES ET TECHNOLOGIES POUR L'ENVIRONNEMENT ET L'AGRICULTURE
- CENOZOÏQUE
- CENTROMÈRE
- CESPITEUX
- CHAMAEPHYTE
- CHAROPHYTE
- CHAZALE
- CHÉLATION
- CHÊNAIE
- CHIMIOSYNTHESE
- CHIMIOTACTIQUE
- CHIMIOTAXIE
- CHIMIOTROPHE
- CHIMIOTROPHIE
- CHITINE
- CHLORE
- CHLORENCHYME
- CHLOROBIONTA – CHLOROBIONTE
- CHLOROPHYLLE
- CHLOROPHYTA
- CHLOROPLASTE
- CHLOROTIQUE
- CHROMATIDES
- CHROMATINE
- CHROME
- CHROMISTA
- CHROMOSOME
- CHRYSALIDE
- CILIOPHORA
- CIRCINOTROPE
- CIRCULATION THERMOHALINE
- CISGÉNIQUE
- CITRIFORME
- CLADE
- CLADOGENÈSE
- CLASSE - BIOLOGIE
- CLASSIFICATION
- CLASSIFICATION CLASSIQUE
- CLASSIFICATION DE RAUNKIER
- CLASSIFICATION PHYLOGÉNÉTIQUE
- CLASSIFICATION SCIENTIFIQUE DES ESPECES
- CLINOPYROXENE
- CNIDARIA
- CNIDOSPORIDIES
- COLEOCHAETALES
- COLLENCHYME
- COLLOÏDE
- COLLUVION
- CONFÉE
- COPROPHAGE
- COPROPHILE
- CORALLIFORME
- CORDIFORME
- CORDON OMBILICAL
- CORMOPHYTE
- CORTEX
- CORTICALE
- CORYMBIFORME
- CORYNEBACTERIUM
- CORYNÉFORME
- COSMOPOLITE
- COTYLEDON
- CRISTALLOGRAPHIE
- CROISSANCE MONOPODIALE
- CRYOSOL
- CRYPTOGAME
- CRYSTALLOGRAPHIQUE
- CUPULE
- CUTICULE
- CUTINE
- CYANOBACTÉRIE
- CYCADOPHYTA
- CYCLOCYTIQUE
- CYCLOZOONOSE
- CYME
- CYNORHODON
- CYPRINODONTIFORMES
- CYTINELLE
- CYTOCHROME
- CYTOPLASME
- CYTOSOL
- CYTOSQUELETTE
- DECUSSEE
- DI-IODOTYROSINE
- DIACYTIQUE
- DIADELPHE
- DIAGEOTROPISME
- DIAGRAMME FLORAL
- DIAMINOBUTYRATE
- DIAPAUSE
- DICHASIUM
- DICHOTOMIQUE
- DICOTYLEDONE (MAGNOLIOPSIDA)
- DIÉCIE
- DIGOXIGÉNINE
- DIMORPHISME SEXUEL
- DIOÏQUE
- DIONYSOS
- DIPEPTIDE
- DIPLOÏDE
- DISAMARE
- DISTIQUE
- DIURNES
- DIVISION
- DIVISION CELLULAIRE
- DIXÈNE
- DOMAINE – BIOLOGIE
- DOUBLE FÉCONDATION
- DRUPE
- DUALITE ONDE-CORPUSCULE
- DULÇAQUICOLE
- ÉCIE
- ÉCIOSPORES
- ÉCOLOGIE
- ECOSYSTEME
- ECTOPARASITE
- EDAPHIQUE
- EDEAGE
- ELECTROPHORESE
- ELLIPSOÏDE – AIGUILLON (BOTANI
- ELOPHYTE
- ELYTRE
- EMBRANCHEMENT – BIOLOGIE
- ÉNAULOPHYTE
- ENDOSPORE
- ENDOSYMBIOTE OU ENDOSYMBIONTE
- ENKYSTE
- ENKYSTEMENT
- ENSIFERA
- ENTOMOCÉCIDIES
- ENTOMOGAME
- ENTOMOGAMIE
- ENTOMOPHAGE
- ÉPICOTYLE
- ÉPIGENETIQUE
- EPINASTIE
- EPITYPE
- EQUISETIDAE
- EURASIATIQUE
- EURASIATIQUE
- EURASIE
- EURYHALIN
- EUTÉLIE
- EUTROPHE
- EUTROPHILE
- EXINE
- EXONDE
- EXTRÊMOPHILE
- FIBROVASCULAIRE
- FIPRONIL
- FOLIOLE
- FOLIOLULE
- FORAMINIFERA
- FUNDUS
- FUNICLE
- FUNICULE
- GAMÉTANGE
- GBIF
- GENOTYPE
- GÉOPHYTE
- GEOTROPISME
- GIBBERELLINE
- GLAUCOPHYTA
- GLOBOGÉRINE
- GLYCOPHYTE
- GUANGUE
- HALIN
- HALOARCULA
- HALOBACTERIUM
- HALOBIONTE
- HALOCOCCUS
- HALOFERAX
- HALOFOBE
- HALOPHILE
- HALOPHYTIQUE
- HALOTOLÉRANT
- HAPANTOTYPE
- HÉLIOZOAIRE
- HÉMIANATROPE
- HÉMICRYPTOPHYTE
- HÉMIZOONOSE
- HEMOCULTURE
- HÉMOLYMPHE
- HÉTÉROLOGUE
- HETEROMETABOLE
- HÉTÉROPHILE
- HÉTÉROSPORIE
- HÉTÉROXYLÉ
- HÊTRAIE
- HILE
- HOLOTHURIE - CONCOMBRE DE MER
- HOLOTYPE
- HOLOZOONOSE
- HOPTÈNE
- HYDATHODE
- HYDROCHORIE
- HYDROGÉOPHYTE
- HYDROHÉMICRYPTOPHYTES
- HYDROLYSE
- HYDROPHYTE
- HYDROTHÉROPHYTE
- HYDROXYLE
- HYMÉNOPHORE
- HYPOCOTYLE
- HYPONYME
- I.T.I.S
- ICONOTYPE
- INDÉHISCENT
- INFÉODÉ
- INFRAHALINE
- INFRAPHYLUM
- INFUSOIRE
- INOCULÉ
- INOCULUM
- INTRASPÉCIFIQUE
- INVOLUCRE
- ISOHALINE
- ISOLECTOTYPE
- ISONEOTYPE
- ISOSPORIE
- ISOTYPE
- IVERMECTINE
- JUVENILE
- LACTOBACILLUS
- LAGOMORPHE
- LECTOTYPE
- LENTIQUE
- LES PLANTES VASCULAIRES
- LÉTHARGIE
- LEUCOCYTE
- LIGNINE
- LITHOLOGIE
- LOI DE L’OSMOMÉTRIE
- LYCOPHYTA
- LYCOPODE
- LYCOPODINEE
- LYCOPODIOPHYTA
- MACRONUCLÉUS
- MACROPHANÉROPHYTE
- MANOBACTÉRIE
- MARAIS SALANT
- MARCHANTIOPHYTA
- MÉAT
- MÉGAPHANÉROPHYTE
- MÉGAPHORBIAIE EUTROPHILE
- MEMBRANE CELLULAIRE
- MÉSOHALINE
- MÉSOPHANÉROPHYTE
- MÉTABOLISME
- MÉTABOLITE SECONDAIRE
- MÉTAZOONOSE
- METHANE
- MICRONUCLÉUS
- MICROPHYLLE
- MICROPHYLUM
- MICROSCLÉROTES
- MIGRATIONS AMPHIBIOTIQUES
- MIXOHALIN
- MONOCHASIUM
- MONOPHIALIDES
- MONOPHYLÉTIQUE
- MONOPODE
- MONYLOPHYTE
- MUCIGEL
- MUCRON
- MULTISPORÉS
- MYCÉTOPHAGE
- MYCOCÉCIDIES
- MYOFILAMENT
- NANOPHANÉROPHYTE
- NATRONOCOCCUS
- NECROMASSE
- NÉMATOCÉCIDIES
- NEOTYPE
- NOCARDIA
- NOM VERNACULAIRE
- NOMENCLATURE – BIOLOGIE
- NUMMULITE
- OBOVALE
- OLIGOHALINE
- OLIGONUCLÉOTIDE
- ONOMATOPHORE
- OOGONIUM
- OOPHAGIE
- OOTHEQUE – ŒUF D’INSECTE
- ORTHOGEOPISME
- ORTHOTROPE
- ORTOPTERA
- OVISCAPTE
- PALÉOZOÏQUE
- PARALECTOTYPE
- PARAPHYLÉTIQUE
- PARAPHYMATOCEROS
- PARASITOÏDE
- PARATYPE
- PARENCHYME CORTICAL
- PATHOLOGIE
- PATHOVAR
- PAUCIFORME
- PECTINE
- PECTINOLYTIQUE
- PEPTIDOGLYCANE
- PERMAFROST
- PÉTIOLULE
- PHAGOCYTOSE
- PHANÉROPHYTE
- PHENOTYPE
- PHIALIDE
- Phylogénie
- PHYLOGÉOGRAPHIES
- PHYMATOCEROS
- PHYTOFLAGELLE
- PHYTOHORMONE
- PHYTOPATHOGÈNE
- PHYTOPHAGE - HERBIVORE
- PHYTOPLANCTON
- PICNIUM
- PIRIFORME
- PLAGIOTROPE
- PLASMODE
- PLASMODESMOPHYTE
- PLECOPTERA
- PLEIOCHASIUM
- PLÉSIOMORPHE
- PODOSPERME
- POIL RACINAIRE
- POLYCYCLIQUE
- POLYHALINE
- POLYMORPHISME
- POLYMORPHISME GENETIQUE
- POLYPHAGE
- POLYPHENISME
- POLYTYPIQUES
- PRASINOPHYCEAE
- Pratylenchus scribneri
- PRESSION OSMATIQUE
- PROEMBRYON
- PROGNATHISME
- PROLIXE
- PROTHALLE
- PROTOLOGUE
- PSEUDOBULBE
- PTERIDOPHYTA
- PUPE
- PYCNIA
- PYCNIOSPORE
- QUIESCENCE
- QUINOLIZIDINE
- RACÈME
- RADIAIRE
- RADIOLARIA
- RAMIFICATION SYMPODIALE
- RAMIFICATION SYMPODIALE MONOCH
- RANG TAXONOMIQUE
- RAPHÉ
- RÈGNE – BIOLOGIE
- RHIZOFLAGELLÉS
- RHIZOMYCELIUM
- RHODOBIONTA – RHODOPHYTA
- RHYZODERME
- RIBOSOME
- RUDÉRALE
- SACCHAROLYTIQUE
- SALINE
- SAPROZOONOSE
- SAUMÂTRE
- SCATOMOPHAGE
- SCLERENCHYME
- SCLÉROTE
- SÉNESCENCE
- SEPSIE – SEPTICÉMIE
- SEPTENTRIONALE
- SEPTUM
- SESQUITERPÈNE
- SOLIFLUXION
- SOUS – EMBRANCHEMENT
- SPERMATOPHORE
- SPERMATOPHYLAX
- SPERMATOPHYTE
- SPHÉNOPHYTE
- SPINESCENT
- SPIRILLUM
- SPORANGE
- SPORANGIOLES
- SPORANGIOPHORES
- SPORANGIOSPORES
- SPOROPHYTE
- SPOROZOAIRE
- SPORULENT
- STÉNOHALIN
- STERNITE - SCLERITE
- STIMULUS
- STIPULE
- STREPTOMYCES
- STREPTOPHYTA
- SUBCIRCULAIRE
- SUBSTRAT
- SUBTROPICALE
- SUPER-FAMILLE
- SUSPENSEUR
- SYMPODE
- SYMPODIAL – SYMPODIQUE
- Synapomorphie
- SYNAPOMORPHIE
- SYNNEMA
- SYNTYPE
- TAUTONYME
- TÉLEUTOSPORES – TÉLIOSPORES
- TERPÉNOÏDE
- THALLOPHYTE
- THERMOPHILE Nouveau
- THÉROPHYTE
- TOMENTEUX
- TOPOTYPE
- TOXINE OEDÉMATOGÈNE
- TRACHÉIDE
- TRACHEOPHYTA
- TREBOUXIOPHYCEAE
- TRICHOBLASTE
- TUBE SEMINIFERE
- TYPE (BIOLOGIE)
- ULTRAHALINE
- ULTRAMICROBACTÉRIE
- UNCIFORME
- XEROPHYTE
- ZOOANTHROPONOSE
- ZOOFLAGELLÉ
- ZOONOSE
- CLASSE DES BACTERIES 2
- CLASSIFICATION PHYLOGENETIQUE 1
- DEFINITIONS, CLASSIFICATION ET NOMENCLATURE DES BACTERIES 1
- DIVISON DU REGNE DES BACTERIES 1
- EUBACTERIA (CLASSIFICATION PHYLOGÉNÉTIQUE) 1
- FAMILLES DES BACTERIES 2
- GENRE DES BACTERIES 1
- GROUPE DE BACTERIES 1
-
NOMENCLATURE DES BACTERIES
105
- Acetobacter
- Acetobacter aceti
- Acetobacter cerevisiae
- Acetobacter cibinongensis
- Acetobacter Diazotrophicus
- Acetobacter estuniensis
- Acetobacter fabarum
- Acetobacter farinalis
- Acetobacter ghanensis
- Acetobacter indonesiensis
- Acetobacter lambici
- Acetobacter lovaniensis
- Acetobacter malorum
- Acetobacter nitrogenifigens
- Acetobacter oeni
- Acetobacter okinawensis
- Acetobacter orientalis
- Acetobacter orleanensis
- Acetobacter papayae
- Acetobacter pasteurianus
- Acetobacter peroxydans
- Acetobacter persici
- Acetobacter polyoxogenes
- Acetobacter pomorum
- Acetobacter senegalensis
- Acetobacter sicerae
- Acetobacter subgen
- Acetobacter syzygii
- Acetobacter thailandicus
- Acetobacter tropicalis
- Acinetobacter calcoaceticus
- Actinomyces
- Agrobacterium
- Bacillus alcalophilus
- Bacillus anthracis
- Bacillus cereus
- Bacillus circulans
- Bacillus megaterium
- Bacillus mycoides
- Bacillus pseudomycoides
- Bacillus sp.
- Bacillus sphaericus
- Bacillus thuringiensis
- Bacillus thuringiensis kurstaki
- Bacillus weihenstephanensis
- Bactéries à gram positif
- Bactéries foliaires
- Candidatus
- Clavibacter michiganensis
- Clavibacter michiganensis subs
- Dickeya Solani
- Gluconacetobacter entanii
- Gluconacetobacter europaeus
- Gluconacetobacter hansenii
- Gluconacetobacter intermedius
- Gluconacetobacter johannae
- Gluconacetobacter liquefaciens
- Gluconacetobacter oboediens
- Gluconacetobacter xylinus
- Gluconobacter
- Gluconobacter albidus
- Gluconobacter asaii
- Gluconobacter cerevisiae
- Gluconobacter cerinus
- Gluconobacter frateurii
- Gluconobacter japonicus
- Gluconobacter kanchanaburiensi
- Gluconobacter kondonii
- Gluconobacter morbifer
- Gluconobacter oxydans
- Gluconobacter thailandicus
- Lactobacillus brevis
- Lactobacillus buchneri
- Lactobacillus casei
- Lactobacillus curvatus
- Lactobacillus delbrueckii
- Lactobacillus diolivorans
- Lactobacillus fermentum
- Lactobacillus fructivorans
- Lactobacillus jensenii
- Lactobacillus kunkeei
- Lactobacillus leichmannii
- Lactobacillus mali
- Lactobacillus nagelii
- Lactobacillus paracasei
- Lactobacillus plantarum
- Lactobacillus vini
- Lysinibacillus sphaericus
- Oenococcus oeni
- Pectobacterium carotovorum
- Pediococcus damnosus
- Pseudomonas fluorescens
- Ralstonia solanacearum
- Streptobacillus moniliformis
- Streptomyces
- Streptomyces acidiscabies
- Streptomyces europaeiscabiei
- Streptomyces ipomoeae
- Streptomyces luridiscabiei
- Streptomyces niveiscabiei
- Streptomyces puniciscabiei
- Streptomyces reticuliscabiei
- Streptomyces scabies
- Streptomyces stelliscabiei
- Streptomyces turgescabies
- ORDRE DES BACTERIES 0
-
LES BOTANISTES
85
- Acharius Erik
- Acuna Galé Julian Baldomero
- Adam Johannes Michael Friedrich
- Adamson Michel
- Adamson Robert Stephen
- Afzelius Adam
- Agardh Carl Adolph
- Agardh Jacob Georg
- Ager Nicolas
- Agosti Giuseppe
- Airy Shaw Herbert Kenneth
- Aitchison James Edward Tierney
- Aiton William
- AitonWilliam Townsend
- Ake Assi Laurent
- Al-Baitar Abu Muhammad
- Albertini Johannes Baptista Von
- Albow Nikolai Michailowitsch
- Alderwerelt Van Rosenburgh Cornelis Rugier Willem Karen Van
- Aldrovandi Ulisse
- Alexandre Paul
- Allamand Frédéric-Louis
- Allard Gaston
- Allemão Francisco Freire
- Allemend Jules
- Allioni Carlo
- Allorge Pierre
- Alpini Prospero
- Alston Arthur Hugh Garfit
- Alston Charles
- Alzate Jose Antonio
- Ambrosini Bartolomeo
- Amman Johann
- Amoreux Pierre-Joseph
- Anaxagore
- Anaximandre
- Anderson Edgar Shannon
- Anderson James
- Andrews Henry Charles
- Andrews Henry Nathaniel
- Anguillara Luigi
- Antoine Franz
- Arber Agnes
- Arduino Pietro
- Arechavaleta Y Balpardo
- Arenes Jean
- Armen Takhtajan
- Arnold Chester Arthur
- Berkeley Miles Joseph
- Blume Carl Ludwig
- Brongniart Adolphe Théodore
- Brongniart Alexandre
- Cooke Mordecai Cubitt
- Delastre Charles Jean Louis
- Dumortier Barthélemy Charles J
- Empédocle
- Engler Adolf
- Fuckel Karl Wilhelm Gottlieb L
- Gilg Ernst Friedrich
- Harms Hermann
- Jacquin Nikolaus Joseph von
- Johannsen Ludvig Wilhelm
- Johansson Carl Johan
- Jussieu Adrien
- Jussieu Antoine
- Jussieu Antoine-Laurent
- Jussieu Bernard
- Jussieu Joseph
- Leighton William Alport
- Linné Carl Von
- Lintchevski Igor Alexandrovitc
- Martynov Ivan
- Meyer Ernst Heinrich Friedrich
- Meyer Georg Friedrich Wilhelm
- Nakai Takenoshin
- Phillips William
- Plowright Charles Bagge
- Ravenel Henry William
- Taphrina athyrii
- Tulasne Charles
- Tulasne Edmond
- Vest Loreng Chysanth Von
- Voigt Friedrich Siegmund
- Voigt Joachim Johann Otto
- Werdermann Erich
- LISTE DES BOTANISTES 1
- LES ORDRES DES INSECTES 1
- LES SUPER-ORDRES DES INSECTES 1
-
LES FAMILLES DES INSECTES
81
- Acrididae
- Aderidae
- Alexiidae
- Alleculidae
- Anobiidae
- Anthicidae
- Anthribidae
- Apionidae
- Aspidiphoridae
- Biphyllidae
- Bostrichidae
- Bruchidae
- Bruchinae
- Buprestidae
- Byrrhidae
- Cantharidae
- Carabidae
- Cerambycidae (Capricornes, Longicornes)
- Cholevinae
- Chrysomelidae
- Cicadidae
- Ciidae
- Clambidae
- Cleridae
- Coccinellidae
- Colydiidae
- Cryptophagidae
- Curculionidae
- Dermestidae
- Derodontidae
- Dytiscidae
- Elateridae
- Elmidae
- Erebidae
- Eucnemidae
- Gracillariidae
- Heterodera medicaginis
- Histeridae
- Hydraenidae
- Hydrophilidae
- Kateretidae
- Laemophloeidae
- Languriidae
- Latridiidae
- Leiodidae
- Limnichidae
- Lycidae
- Lyctidae
- Malachiinae – Malachiidae
- Melandryidae
- Meloidae
- Melyridae
- Monotomidae
- Mordellidae
- Nicrophorinae
- Nitidulidae
- Noctuidae
- Oedemeridae
- Phalacridae
- Phloiophilidae
- Pselaphidae
- Ptiliidae
- Rhynchitidae
- Scarabaeidae
- Scirtidae
- Scolytidae
- Scraptiidae
- Scydmaenidae
- Silphidae
- Silphinae
- Silvanidae
- Sphindidae
- Sphingidae
- Staphylinidae
- Staphylinoidea
- Tenebrionidae
- Throscidae
- Tortricidae
- Trogossitidae
- Urodidae
- Urodontinae
-
LES SOUS-FAMILLES DES INSECTES
50
- Anthicinae
- Anthiinae (Carabidae)
- Anthribinae
- Brachininae
- Buprestinae
- Caelifera
- Calliptaminae
- Carabinae
- Catantopinae
- Chalcophorinae
- Choraginae
- Chrysobothrinae
- Chrysochroinae
- Copiocerinae
- Coptacrinae
- Cyrtacanthacridinae
- Egnatiinae
- Elaphrinae
- Eremogryllinae
- Eucradinae
- Euryphyminae
- Eyprepocnemidinae
- Galbellinae
- Gomphocerinae
- Habrocneminae
- Harpalinae
- Hemiacridinae
- Julodinae
- Lepturinae
- Lepturini
- Leptysminae
- Marellia remipes
- Melanoplinae
- Nebriinae
- Oedipodinae
- Ommatolampinae
- Oxyinae
- Pauliniinae
- Paussinae
- Platyninae
- Polycestinae
- Proctolabinae
- Psydrinae
- Pterostichinae
- Ptininae
- Rhytidochrotinae
- Spathosterninae
- Teratodinae
- Tropidopolinae
- Urodontinae
- LES SOUS-ORDRES DES INSECTES 1
- LES SUPER-ORDRES DES INSECTES 0
- LA CLASSIFICATION DES INSECTES 4
-
NOMENCLATURE DES INSECTES
382
- Aaata
- Abacetus
- Abax
- Abax parallelepipedus
- Abia candens
- Abia sericea
- Abraxas grossulariata
- Abrostola tripartita
- Acalitus phloecoptes (Acarien des bourgeons du prunier)
- Acanthaclisis baetica (Fourmilions)
- Acanthaclisis occitanica
- Acanthocinus aedilis (Acanthocine charpentier)
- Acanthocinus griseus
- Acantholyda erythrocephala
- Acanthoscelides obtectus (Bruche du haricot)
- Acanthosoma haemorrhoidale
- Acaromimus
- Acaromimus americanus
- Acherontia atropos (Sphinx tête de mort)
- Acheta domesticus (Grillon domestique)
- Acilius sulcatus
- Acleris
- Aclypea opaca - Blitophaga opaca- Silpha opaca (Silphe de la betterave)
- Acrida
- Acrida ungarica
- Acrocera orbicula
- Acrolepiopsis assectella (La teigne du poireau)
- Acronicta leporina
- Acrotylus insubricus
- Aculops lycopersici - Vasates lycopersici - Vasates destructor (agent de l'acariose bronzé de la tomate)
- Aculus schlechtendali - Arachnida - Acari - Eriophyidae (Phytopte libre du pommier)
- Acyrthosiphon pisum - Macrosiphum - Acyrthosiphon onobrychis (Puceron vert ou rose du pois)
- Aderus
- Adoxophyes orana - Capua réticulana (Tordeuse capua de la pelure)
- Aedes albopictus - Stegomyia albopicta - Moustique-tigre
- Aglaope infausta (Zygène de l'amandier)
- Agonum
- Agrilus
- Agriotes lineatus (Taupin)
- Agromyza (Mouches mineuses)
- Agrotis ipsilon - Agrotis ypsilon - Lycophotia ipsilon - Scotia ipsilon (Noctuelle ipsilon)
- Agrotis segetum - Scotia segetum - Feltia segetum (Noctuelle des moissons)
- Aleochara bilineata
- Aleurobus olivinus Silvestri (Aleurode noir de l'olivier)
- Aleurothrixus floccosus (Aleurode floconneux des citrus)
- Althaesia
- Amara
- Amara aenea
- Amara aulica
- Amara familiaris
- Anarsia lineatella (Petite mineuse du pêcher
- Anobium
- Anobium punctatum - Vrillette domestique
- Anobocaelus
- Antheraea pernyi - Ver à soie Tussah
- Antheraea yamamai - Saturnie du chêne du Japon
- Anthia mannerheimi
- Anthia wayheimi
- Anthonomus grandis (Charançon du cotonnier)
- Anthonomus pomorum (Anthonome du pommier)
- Anthonomus pyri (Anthonome du pommier)
- Anthonomus rubi (Anthonome du fraisier et du framboisier)
- Aonidiella aurantii - Aspidiotus aurantii (Pou de Californie)
- Aphaerata pallipes
- Aphanostigma piri (Phylloxéra du poirier)
- Aphelanchoïde ritzemabosi (L'anguillule ou nématode du chrysanthème)
- Aphelanchoïdes
- Aphelenchoides fragariae - Aphelanchoides olesistus - Aphelanchus fragariae - Aphelanchus olesistus (Anguillule du fraisier et des fougères)
- Aphis craccivora - Aphis laburni - Aphis medicaginis (Puceron noir de la luzerne)
- Aphis fabae Scopoli - Doralis fabae (puceron noir de la fève)
- Aphis forbesi Weed - Cerosipha forbesi (Puceron vert du fraisier, Puceron des racines du fraisier)
- Aphis gossypii Glover - Cerosipha gossypii (Puceron du cotonnier, Puceron du melon)
- Aphis grossulariae Kaltenbach - Aphidula grossulariae (Puceron vert du groseillier épineux)
- Aphis nasturtii Kaltenbach - Aphidula rhamni (Puceron du nerprun)
- Aphis pomi - Aphis mali - Aphidula pomi - Doralis pomi (Puceron vert non migrant du pommier)
- Aphis schneideri (Groseille à maquereau - puceron du saule)
- Aphis spiraecola Pagenstecher - Aphis citricola (Puceron vert des citrus, Puceron des spirées)
- Apion
- Apion carduorum - Ceratapion carduorum (Apion de l'artichaut)
- Apion pisi (Apion des bourgeons du pois, Apion du pois)
- Apion trifolii - Apion aestivum Germar (Petit Apion du trèfle)
- Aptinoderus
- Aptinoderus cyaneus
- Aptinoderus cyanipennis
- Aptinoderus funebris
- Aptinoderus umvotianus
- Aptinus
- Aptinus acutangulus
- Aptinus bombarda - Scarabée bombarde noir
- Aptinus cordicollis
- Aptinus creticus
- Aptinus hovorkai
- Aptinus lugubris
- Aptinus merditanus
- Araecerus
- Araecerus constans
- Araecerus cumingi
- Araecerus fasciculatus - coffea
- Araecerus levipennis
- Araecerus varians
- Araecerus vieillardi
- Archips podana – Cacoecia podana (Tordeuse des fruits)
- Archips rosana - Cacoecia rosana - Choristoneura rosanaceana (Tordeuse des buissons)
- Argyrotaenia ljungiana -Argyrotaenia pulchellana - Eulia pulchellana (Petite tordeuse de la grappe)
- Ariotus
- Ariotus luteolus
- Ariotus quercicola
- Ariotus subtropicus
- Aspidiotus nerii Bouché (Cochenille du laurier-rose)
- Athalia rosae - Athalia colibri (Tenthrède de la rave)
- Atomaria linearis (Atomaire de la betterave)
- Aulacorthum solani -Dysaulacorthum vincae (Puceron strié de la digitale et de la pomme de terre, Puceron à taches vertes de la pomme de terre)
- Autographa gamma - Phytometra gamma - Plusia gamma (Noctuelle gamma)
- Bemisia tabaci (Aleurode du tabac)
- Blaberus
- Blaberus craniifer
- Blaberus discoidalis
- Blaberus giganteus
- Blaniulus guttulatus (Blaniule mouchetée)
- Brachinulus
- Brachinus
- Brachinus adustipennis
- Brachinus albarracinus
- Brachinus alexandri
- Brachinus alexiguus
- Brachinus alexiguus
- Brachinus alternans
- Brachinus americanus
- Brachinus andalusiacus
- Brachinus angustatus
- Brachinus baeticus
- Brachinus bellicosus
- Brachinus berytensis
- Brachinus cibolensis
- Brachinus costipennis
- Brachinus crepitans
- Brachinus cyanipennis
- Brachinus cyanochroaticus
- Brachinus efflans
- Brachinus ejaculans
- Brachinus elegans
- Brachinus elongatulus
- Brachinus favicollis
- Brachinus fulminatus
- Brachinus fumans
- Brachinus geniculatus
- Brachinus hirsutus
- Brachinus imporcitis
- Brachinus italicus
- Brachinus janthinipennis
- Brachinus lareralis
- Brachinus medius
- Brachinus mexicanus
- Brachinus nigricornis
- Brachinus olgae
- Brachinus pateri
- Brachinus patruelis
- Brachinus pecoudi
- Brachinus pectoralis
- Brachinus phaeocerus
- Brachinus plagiatus
- Brachinus psophia
- Brachinus quadripennis
- Brachinus rugipennis
- Brachinus testaceus
- Brachinus texanus
- Brachinus turkestanicus
- Brachinus vulcanoides
- Brachycaudus cardui - Brachycaudus lateralis - Anuraphis cardui (Puceron de l'artichaut)
- Brachycaudus helichrysi - Anuraphis helichrysi (Puceron vert du prunier)
- Brachycaudus persicae - Brachycaudus persicaecola (Puceron noir du pêcher)
- Brachycaudus prunicola - Appelia prunicola (Puceron brun du pêcher, Puceron brun du prunier)
- Brachycorynella asparagi - Brachycolus asparagi (Puceron de l'asperge)
- Brachynillus
- Brevicoryne brassicae (Puceron cendré du chou)
- Bruchus pisorum (Bruche du pois)
- Bruchus rufimanus (Bruche de la fève)
- Bruchus signaticornis - Bruchus pallidicornis (Bruche des lentilles)
- Byrrhus pilula
- Byturus urbanus - Byturus tomentosus (Ver des framboises)
- Cacopsylla pyri - Psylla pyri (Psylle commun du poirier)
- Calepitrimerus vitis - Phyllocoptes vitis - Epitrimerus vitis (Phytopte de l'acariose de la vigne)
- Calleida punctata
- Calliptamus italicus
- Calomera littoralis
- Calosoma
- Calosoma sycophanta
- Cameraria ohridella - Mineuse du marronnier
- Cantharis
- Cantharis cryptica
- Cantharis fusca
- Capitophorus horni (Puceron vert de l'artichaut)
- Capnodis tenebrionis (Capnode)
- Carabus auratus - Carabe doré
- Cecidophyopsis ribis (Westwood) - Cecidophyes ribis, Eriophyes ribis, Phytoptus ribis (Phytopte du cassissier)
- Cecidophyopsis ribis - Cecidophyes ribis, Eriophyes ribis, Phytoptus ribis (Phytopte du cassissier)
- Ceratitis capitata (Wiedemann) – (Cératite, Mouche méditerranéenne des fruits)
- Ceroplastes rusci (Charançon des siliques de colza)
- Ceuthorhynchus assimilis – (Charançon des siliques de colza)
- Choragus
- Choragus exophthalmus
- Choragus harrisi
- Choragus major
- Choragus sayi
- Choragus striolatus
- Choragus zimmermanni
- Cicindela campestris
- Cicindela chinensis
- Cicindela hybrida
- Cicindela sexguttata - cincindele a six points
- Coccoidea
- Coenosia tigrina
- Colilodion schulzi
- Coraebus
- Crepidogaster
- Crepidogastrillus
- Crepidogastrinus
- Crepidolomus
- Crepidonellus
- Cryptomyzus ribis -Myzus ribis - Capitophorus ribis - Rhopalosiphum ribis (Puceron jaune du groseillier)
- Cteniopus
- Cteniopus sulphureus
- Cychrus
- Cychrus caraboides
- Cydalima perspectalis (Pyrale du buis)
- Cylindera minuta
- Dacnusa gracilis
- Delia antiqua - Phorbia antiqu
- Diphyus
- Ditylenchus dipsaci (Nématode des tiges et des bulbes)
- Epitrix cucumeris
- Ernobius
- Euderopus
- Euxenus
- Euxenus ater
- Euxenus punctatus
- Gomphocerus sibricus
- Gonicoélus
- Habroloma
- Harpalinae
- Harpalus
- Harpalus affinis
- Heliotaurus
- Heterodera avenae (Nématode des céréales)
- Heterodera carotae
- Heterodera ciceri
- Heterodera cruciferae
- Heterodera fici (Nématode à kyste)
- Heterodera glycines
- Heterodera goettingiana
- Heterodera medicaginis
- Heterodera oryzae
- heterodera rostochiensis
- Heterodera sacchari
- Heterodera schachtii
- Heterodera tabacum
- Heterodera trifolii
- Heterodia rostochiensis
- Hiperantha testacea
- Holometabola
- Homotrysis
- Ichneumon
- Ichneumon extenseur
- Ichneumon wasps (guêpes d’ichneumon)
- Ichneumon xanthorius
- Ichneumonoidea
- Julodis
- Lasioderma
- Lebia
- Lebia cruxminor
- Leptinotarsa decemlineata – Doryphore
- Leptoglossus occidentalis (Punaise du pin)
- Lomaspilis marginata (La marginée ou bordure entrecoupée)
- Loricera
- Loxotropa
- Lymantrichneumon disparis
- Marellia remipes
- Mastax
- Mastax albonotata
- Mastax alternans
- Mastax annulata
- Mastax brittoni
- Mastax burgeoni
- Mastax Carissima
- Mastax confusa
- Mastax congoensis
- Mastax elegantula
- Mastax en Floride
- Mastax euanthes
- Mastax extrema
- Mastax Formosana
- Mastax forteculpta
- Mastax fulvonotata
- Mastax gestroi
- Mastax Hargreavesi
- Mastax histrio
- Mastax Humilis
- Mastax Kivuensis
- Mastax Klapperichi
- Mastax Kulti
- Mastax laeviceps
- Mastax latefasciata
- Mastax liebkei
- Mastax louwerensi
- Mastax Moesta
- Mastax nana
- Mastax nepalensis
- Mastax okavango
- Mastax ornata
- Mastax ornatella
- Mastax pakistana
- Mastax parreyssi
- Mastax philippina
- Mastax poecila
- Mastax pulchella
- Mastax pygmaea
- Mastax Raffrayi
- Mastax Rawalpindi
- Mastax royi
- Mastax rugiceps
- Mastax saganicola
- Mastax senegalensis
- Mastax striaticeps
- Mastax subornatella
- Mastax sudanica
- Mastax tessmanni
- Mastax Thermarum
- Mastax tratorius
- Mastax vegeta
- Mecyclothorax
- Megacephala carolina
- Melanaphis pyrarius - Geoktapia pyrarius - Aphis pyrastri Boisduval - Melanaphis pyraria (Puceron brun du poirier)
- Meloidogyne (Nématode à galles des racines)
- Meloidogyne hapla
- Meloidogyne incognita
- Mengea tertiaria
- Nasonovia ribisnigri - Aphis lactucae (Puceron de la laitue)
- Nebria
- Nebriinae
- Notiophilus
- Notiophilus biguttatus
- Notiophilus palustris
- Notiophilus rufipes
- Odacantha
- Odacantha melanura
- Otiorhynchus cribricollis Gyllenhall - Arammichnus cribricollis - Otiorhynchus terrestris Marseul (Otiorhynque de l'olivier)
- Oxymirus cursor
- Perapion
- Pheropsophus
- Pheropsophus aequinoctialis
- Pheropsophus africanus
- Pheropsophus jessoensis
- Philophylla heraclei (Acidia heraclei) (Mouche du céleri)
- Phytomyza gymnostoma
- Plecoptera
- Pratylenchus
- Pseudaulacaspis pentagona Targioni -Aulacaspis pentagona - Diaspis pentagona (Cochenille du mûrier)
- Psila rosae
- Ptinomorphus
- Ptinus
- Quadraspidiotus perniciosus - Aspidiotus perniciosus - Diaspidiotus perniciosus (Pou de San-José)
- Rhagium inquisitor
- Rhopalapion longirostre - Apion des roses trémières
- Rosalia alpina (Rosalie des Alpes)
- Samia cynthia - Bombyx de l'ailante
- Scatophaga stercoraria
- Sitobion avenae - Aphis avenae - Macrosiphum - Siphonophora cerealis (Puceron des épis de céréales)
- Stegobium paniceum - Vrillette du pain, Vrillette boulangère, Stégobie des pharmacies
- Stenocorus meridianus
- Sternocera
- Strepsiptera
- Stylopidae
- Styphlodrome
- Styphlomerus
- Symphyta (Mouche à scie)
- Synanthedon tipuliformis - Aegeria tipuliformis - Conopia tipuliformis (Sésie du groseillier)
- Tetranychus mcdanieli (Tétranyque de McDaniel)
- Therates – les taux
- Triozocera mexicana
- Urodontus
- Urodontus rotundicollis
- Vespa velutina (Frelon asiatique)
- INTRODUCTION 1
- LES SOUS-ESPECES DES INSECTES 1
- LES TRIBUS DES INSECTES 3
- LES SOUS-CLASSES 2
- LES CLASSES 1
- LES ORDRES DES INSECTES 0
- LES INSECTES
LES ANIMAUX NUISIBLES AUX PLANTES ORNEMENTALES
- GÉNÉRALITÉS SUR LES NÉMATODES 1
-
LES NEMATODES
36
- Anguina tritici
- Aphelanchoides fragariae
- Aphelenchoïdes ritzema-bosi
- Criconema mutabile – Nematoda
- Ditylenchus destructor
- Ditylenchus dipsaci – le némat
- Ditylenchus myceliophagus
- Dorylaimida
- Globodera
- Globodera pallida
- Heterodera arenaria
- Heterodera avenae
- Heterodera cacti
- Heterodera carotae
- Heterodera cruciferae
- Heterodera fici – Les nématode
- Heterodera goettingiana
- Heterodera sacchari
- Longidorus
- Meloïdogyne hapla – Les némato
- Meloïdogyne incognita
- Meloïdogyne javanica
- Paratylenchus hamatus - némato
- Paratylenchus – Les nématodes
- Pratylenchus convallariae
- Pratylenchus penetrans – Les n
- Pratylenchus pratensis
- Pratylenchus scribneri
- Pratylenchus vulnus -
- Radopholus similis
- Rotylenchulus reniformis
- Trichodorus
- Tylenchida
- Tylenchulus semipenetrans
- Xiphinema
- Xiphinema index
-
NOMENCLATURE DES MALADIES CRYPTOGAMIQUE
265
- Acremonium strictum
- Aecidium cantensis
- Aecidium foeniculi
- Alternaria
- Alternaria alternata
- Alternaria brassicae
- Alternaria brassicicola
- Alternaria carthami
- Alternaria chrysanthemi
- Alternaria cichorii
- Alternaria citri
- Alternaria dauci
- Alternaria helianthi
- Alternaria macrospora
- Alternaria mali
- Alternaria passiflorae
- Alternaria porri
- Alternaria radicina
- Alternaria ricini
- Alternaria solani
- Alternaria tomato
- Alternaria tomatophila
- Alternaria triticina
- Alternariose
- Alternariose (2)
- Anthracnose
- Apiospora montagnei
- Ascochyta graminea
- Ascochyta hordei
- Ascochyta sorghi
- Ascochyta tritici
- Asparagine Ascochyta
- Asperges Cercospora
- Aspergillus flavus
- Aspergillus glaucus
- Aspergillus niger
- Athelia arachnoidea
- Athelia rolfsii
- Blumeria graminis
- Botryotinia fuckeliana
- Botrytis
- Botrytis cinerea (Pourriture g
- Cephalosporium gramineum
- Ceratobasidium cereale
- Ceratobasidium cornigerum
- Cercospora carotae
- Cercospora longissima (Cercosp
- Cercospora solani
- Chancre
- Choanephora cucurbitarum
- Cladosporiose
- Claviceps purpurea
- Clonostachys rosea f. rosea
- Cochliobolus lunatus
- Cochliobolus sativus
- Cochliobolus tuberculatus
- Colletotrichum
- Colletotrichum acutatum
- Colletotrichum circinans
- Colletotrichum coccodes (Pourr
- Colletotrichum dematiumf. spin
- Colletotrichum gloeosporioides
- Colletotrichum graminicola
- Colletotrichum kahawae
- Colletotrichum musae
- Colletotrichum trifolii
- Cunninghamella
- Cunninghamella binarieae
- Curvularia inaequalis
- Curvularia pallescens
- Curvularia senegalensis
- Cylindrocarpon radicicola
- Diaporthe arctii
- Drechslera teres f. maculata
- Drechslera wirreganensis
- Elsinoe ampelina
- Elsinoë australis
- Elsinoë batatas
- Elsinoë veneta
- Entomosporiose
- Erysiphe betae
- Erysiphe cichoracearum
- Erysiphe heraclei
- Esca
- Eutypa lata
- Eutypa leptoplaca
- Eutypiose
- Fusariose
- Fusarium
- Fusarium culmorum
- Fusarium oxysporum
- Fusarium proliferatum
- Fusarium redolens
- Fusarium solani
- Fusarium verticillioides
- Gaeumannomyces graminis var. t
- Geotrichum candidum
- Gibberella acuminata
- Gibberella avenacea
- Gibberella fujikuroi
- Gibberella pulicaris
- Gibberella zeae
- Globisporangium sylvaticum
- Gloeosporium orbiculare - Ant
- Glomerella acutata
- Glomerella cingulata
- Glomerella graminicola
- Glomerella lagenarium
- Glomerella tucumanensis
- Hansfordia pulvinata
- Helicobasidium purpureum
- Helminthosporium solani
- Hyaloperonospora parasitica
- Hymenoscyphus fraxineus
- Kabatiella caulivora
- Khuskia oryzae
- Laetisaria fuciformis
- Lasiodiplodia theobromae
- Leptosphaeria libanotis
- Macrophomina phaseolina
- Marasmiellus
- Marssonina
- Microdochium panattonianum
- Monographella nivalis var. niv
- Mycocentrospora acerina
- Mycovellosiella concors
- Myrothecium roridum (Taches su
- Nectria cinnabarina
- Neofabraea alba - Gloeosporios
- Olpidium brassicae
- Passalora fulva
- Penicillium aurantiogriseum
- Penicillium expansum
- Peronosclerospora philippinens
- Peronosclerospora sacchari
- Peronosclerospora sorghi
- Phaeosphaeria avenaria f.sp. t
- Phaeosphaeria nodorum
- Phoma exigua var. exigua
- Phoma exigua var. foveata
- Phomopsis asparagi
- Phomopsis asparagicola
- Phomopsis javanica
- Phymatotrichopsis omnivora
- Physoderma maydis
- Phytophthora
- Phytophthora cactorum
- Phytophthora cryptogea
- Phytophthora drechsleri
- Phytophthora erythroseptica
- Phytophthora infestans
- Phytophthora megasperma
- Phytophthora nicotianae
- Plasmopara nivea
- Plasmopara viticola
- Pleospora herbarum
- Pleosporaceae
- Polyscytalum pustulans
- Pseudocochliobolus eragrostidi
- Pseudoseptoria donacis
- Puccinia asparagi
- Puccinia coronata
- Puccinia graminis
- Puccinia hordei
- Puccinia pittieriana
- Puccinia striiformis f. sp. Ho
- Pyrenophora graminea
- Pyrenophora teres
- Pyrenophora tritici-repentis
- Pythium
- Pythium aphanidermatum
- Pythium arhénomanes
- Pythium debaryanum
- Pythium deliense
- Pythium graminicola
- Pythium irregulare
- Pythium iwayamae
- Pythium paddicum
- Pythium paroecandrum
- Pythium sulcatum
- Pythium tardicrescens
- Pythium ultimum var. ultimum
- Pythium violae
- Ramularia
- Rhizoctonia
- Rhizoctonia solani
- Rhizopus arrhizus
- Rhizopus stolonifer
- Rhynchosporium secalis
- Rhytisma acerinum
- Rosellinia
- Rouilles autoïques et hétéroïq
- Sclerophthora macrospora
- Sclerophthora raysiae
- Sclerospora graminicola
- Sclerotinia borealis
- Sclerotinia minor
- Sclerotinia sclerotiorum
- Septoria lactucae (Septoriose)
- Septoria malagutii
- Septoria passerinii
- Siphomycete
- Sordaria macrospora
- Sphaceloma arachidis
- Sphaceloma perseae
- Sphacelothera rerliana
- Spongospora subterranea
- Stagonospora avenae f.sp. trit
- Stegophora ulmea
- Stemphyllium botryosum f. lact
- Stigmina carpophila - Criblure
- Synchytrium endobioticum
- Tapesia yallundae
- Taphrina acericola
- Taphrina acerina
- Taphrina aceris
- Taphrina aesculi
- Taphrina alni - Cloque des cha
- Taphrina amelanchieris
- Taphrina americana
- Taphrina amplians
- Taphrina andina
- Taphrina athyrii
- Taphrina blechni
- Taphrina bullata
- Taphrina caerulescens - Cloque
- Taphrina carpini
- Taphrina crataegi
- Taphrina deformans - Cloque du
- Taphrina epiphylla
- Taphrina osmundae
- Taphrina populina
- Taphrina potentillae
- Taphrina pruni
- Taphrina pseudoplatani
- Taphrina sadebeckii - Petite c
- Taphrina Sorbi
- Taphrina tosquinetii - Grande
- Taphrina ulmi
- Taphrina vestergrenii
- Thecaphora solani
- Thielaviopsis basicola
- Tilletia controversa
- Trichothecium roseum
- Typhula
- Typhula idahoensis
- Typhula incarnata
- Typhula ishikariensis
- Typhula variabilis
- Ulocladium atrum
- Ulocladium chartarum
- Uromyces graminis
- Uromyces lineolatus subsp. Nea
- Ustilago avenae
- Ustilago hordei
- Ustilago maydis
- Ustilago nigra
- Ustilago nuda
- Ustilago tritici
- Vasates quadripedes
- Verticilliose
- Verticillium albo-atrum
- Verticillium dahliae
- Vesicarium Stemphylium
- Zopfia rhizophila
- INTRODUCTION SUR LES MALADIES CRYPTOGAMIQUE 2
-
NOMENCLATURE DES ARBRES
463
- Abarema
- Abarema abbotii
- Abarema abeywickramae
- Abarema acreana
- Abarema adenophora
- Abarema adenophorum
- Abarema agropecuaria
- Abarema alexandri
- Abarema angulata
- Abarema arborescens
- Abarema aspleniifolia
- Abarema auriculata
- Abarema barbouriana
- Abarema bauchei
- Abarema bigemina
- Abarema borneensis
- Abarema brachystachya
- Abarema callejasii
- Abarema campestris
- Abarema celebica
- Abarema centiflora
- Abarema claviflora
- Abarema clypearia
- Abarema cochleata
- Abarema cochliocarpos
- Abarema commutata
- Abarema contorta
- Abarema cordifolia
- Abarema crateradena
- Abarema cuneadena
- Abarema curvicarpa
- Abarema cyclosperma
- Abarema dalatensis
- Abarema dodonaeifolia
- Abarema dolichadena
- Abarema elliptica
- Abarema ferruginea
- Abarema filamentosa
- Abarema floribunda
- Abarema fournieri
- Abarema gallorum
- Abarema ganymedea
- Abarema glauca
- Abarema globosa
- Abarema glomeriflora
- Abarema gracillima
- Abarema grandiflora
- Abarema harmsii
- Abarema hendersonii
- Abarema idiopoda
- Abarema josephi
- Abarema jupunba
- Abarema kalkmanii
- Abarema Kerrii
- Abarema Kiahii
- Abarema killipii
- Abarema kinabaluensis
- Abarema kuenstleri
- Abarema laeta
- Abarema langsdorffii
- Abarema laxiflora
- Abarema lehmannii
- Abarema leucophylla
- Abarema levelii
- Abarema limae
- Abarema longipedunculata
- Abarema lovellae
- Abarema lucida
- Abarema macradenia
- Abarema maestrensis
- Abarema malinoensis
- Abarema mataybifolia
- Abarema microcalyx
- Abarema microcarpa
- Abarema mindanaensis
- Abarema monadelpha
- Abarema moniliformis
- Abarema motleyana
- Abarema muellerana
- Abarema multiflora
- Abarema multifoliolata
- Abarema muricarpa
- Abarema nediana
- Abarema nipensis
- Abarema novo-guineensis
- Abarema obovalis
- Abarema obovata
- Abarema occultata
- Abarema opposita
- Abarema oppositifolia
- Abarema oxyphyllidia
- Abarema pahangensis
- Abarema pauciflora
- Abarema pellita
- Abarema piresii
- Abarema poilanei
- Abarema quocensis
- Abarema racemiflora
- Abarema racemosa
- Abarema ricoae
- Abarema robinsonii
- Abarema sapindoides
- Abarema scutifera
- Abarema sessiliflora
- Abarema subcoriacea
- Abarema sumbawaensis
- Abarema syringifolia
- Abarema teijsmannii
- Abarema tetraphylla
- Abarema tjendana
- Abarema trapezifolia
- Abarema trichophylla
- Abarema triplinervia
- Abarema turbinata
- Abarema utile
- Abarema utilis
- Abarema villifera
- Abarema villosa
- Abarema waitzii
- Abarema yunnanensis
- Abarema zollerana
- Abies alba (Sapin blanc, sapin pectiné, sapin commun)
- Abies alba « Columnaris »
- Abies alba « Compacta »
- Abies alba « Fastigiata »
- Abies alba « Globosa »
- Abies alba « King’s Dwarf »
- Abies alba « Microphylla »
- Abies alba « Munsterland »
- Abies alba « Pectinata »
- Abies alba « Pendula »
- Abies alba « Pyramidalis »
- Abies alba « Schwarzwald »
- Abies alba « Virgata »
- Abies amabilis
- Abies amabilis « Spreading Star »
- Abies balsamea (Sapin baumier)
- Abies balsamea « Hudsonia »
- Abies balsamea « Nana Compacta »
- Abies balsamea « Nana »
- Abies balsamea « Nudicaulis »
- Abies balsamea « Piccolo »
- Abies balsamea « Verkades Prostrate »
- Abies bommuelleriana
- Abies borisii-regis (Sapin de Bulgarie)
- Abies bracteata (Sapin de Santa Lucia, Sapin bractifère)
- Abies cephalonica (Sapin de Céphalonie)
- Abies cephalonica var. apollinis
- Abies cephalonica Var. graeca
- Abies cephalonica var. reginae-amaliae
- Abies cephalonica var. robusta
- Abies cephalonica « Meyer’s Dwarf »
- Abies chayuensis
- Abies chensiensis
- Abies chensiensis subsp. salouensis
- Abies chensiensis subsp. yulongxueshanensis
- Abies chensiensis var. ernestii
- Abies cilicica
- Abies concolor (Sapin du Colorado)
- Abies concolor Var. lowiana « Creamy »
- Abies concolor « Archer’s Dwarf »
- Abies concolor « Argentea »
- Abies concolor « Aurea »
- Abies concolor « Biella »
- Abies concolor « Blue Spreader »
- Abies concolor « Compacta »
- Abies concolor « Fagerhult »
- Abies concolor « Fastigiata »
- Abies concolor « Gable’s Weeping »
- Abies concolor « Hexe »
- Abies concolor « Hortmann’s Igel »
- Abies concolor « Husky Pup »
- Abies concolor « Pendula »
- Abies concolor « Piggelmee »
- Abies concolor « Swif’s Silver »
- Abies concolor « Violacea Prostrata »
- Abies concolor « Violacea »
- Abies concolor « Wattezii »
- Abies concolor « Wintergold »
- Abies delavayi
- Abies delavayi var. georgei
- Abies delavayi « Green Giant »
- Abies delavayi « Major Neishe »
- Abies delavayi « Nana Headfort »
- Abies densa
- Abies engelmanni
- Abies equi-trojani-(cheval de troie)
- Abies fabri
- Abies fargesii
- Abies firma
- Abies firma « Bedgebury »
- Abies forrestii
- Abies fraseri
- Abies fraseri « Rauls Dwarf »
- Abies georgei
- Abies glehnii
- Abies gracilis
- Abies grandis (Sapin de Vancouver, Sapin géant)
- Abies holophyla
- Abies homolepis (Sapin de Nikko)
- Abies homolepis « Tomoni »
- Abies homolepsis « Prostrata »
- Abies insignis
- Abies kawakamii
- Abies koranea « Flava »
- Abies koreana « Blauer Pfiff »
- Abies Koreana « Blue and Silver »
- Abies koreana « Blue Standard »
- Abies koreana « Brevifolia »
- Abies koreana « Cis »
- Abies koreana « Compact Dwarf »
- Abies koreana « Crystal Globe »
- Abies koreana « Delikado »
- Abies koreana « Doni – Tajuso »
- Abies koreana « Festival »
- Abies koreana « Fliegende Untertasse »
- Abies koreana « Gait »
- Abies koreana « Golden Dream »
- Abies koreana « Green Carpet »
- Abies koreana « Horstmann »
- Abies koreana « Kohout »
- Abies koreana « Lippetal »
- Abies koreana « Luminetta »
- Abies koreana « Molli »
- Abies koreana « Müller Wittbolt »
- Abies koreana « Nisbet »
- Abies koreana « Oberon »
- Abies koreana « Orange Glow »
- Abies koreana « Piccolo »
- Abies koreana « Pinochio »
- Abies koreana « Prostrate Form
- Abies koreana « Silberkugel »
- Abies koreana « Silberlocke »
- Abies koreana « Silberperl »
- Abies koreana « Silberzwerg »
- Abies koreana « Silver Show »
- Abies koreana « Silverstar »
- Abies koreana « Starker’s Dwarf »
- Abies koreana « Stolwijk »
- Abies koreana « Taiga »
- Abies koreana « Threave »
- Abies koreana « Tundra »
- Abies koreana « Twergform Wüstemeyer
- Abies koreana – Sapin de Corée
- Abies lasiocarpa
- Abies lasiocarpa var. Arizonica
- Abies lasiocarpa var. Arozinata « Nana »
- Abies lasiocarpa Var. Compacta
- Abies lasiocarpa var. « Argentea »
- Abies lasiocarpa « Duflon »
- Abies lasiocarpa « Green Globe »
- Abies lasiocarpa « Kenwith Blue »
- Abies lasiocarpa « Logan Pass »
- Abies lasiocarpa « Mulligans Dwarf »
- Abies lasiocarpa « Witch’s Broom »
- Abies lowiana
- Abies magnifica
- Abies magnifica var. Xanthocarpa
- Abies mariesii
- Abies marocana
- Abies nebrodensis
- Abies nephrolepis
- Abies nimidica « Pendula »
- Abies nordmanniana subsp. equi-trojani
- Abies nordmanniana « Ambrolauri »
- Abies nordmanniana « Barabitz Compact »
- Abies nordmanniana « Barabit’s Compacta »
- Abies nordmanniana « Barabit’s Gold »
- Abies nordmanniana « Barabit’s Spreader »
- Abies nordmanniana « Jaobsen »
- Abies nordmanniana « Pendula »
- Abies nordmanniana « Robusta »
- Abies nordmanniana – Sapin de normann
- Abies nordmianna « Golden Spreader »
- Abies nordmianniana « Aurea »
- Abies numidica
- Abies numidica « Delicado »
- Abies numidica « Glauca »
- Abies pardei
- Abies pindrow
- Abies pinsapo
- Abies pinsapo var. Marocana
- Abies pinsapo « Aurea »
- Abies pinsapo « Fastigiata »
- Abies pinsapo « Glauca »
- Abies pinsapo « Hamondii »
- Abies pinsapo « Horstmann »
- Abies pinsapo « Horstmanns Nana »
- Abies pinsapo « Kelleriis
- Abies pinsapo « Pendula »
- Abies pinsapo « Pygmaea » - Epicea de Norvège « Pygmaea »
- Abies pinsapo « Pyramidalis »
- Abies procera
- Abies procera « Blaue Hexe »
- Abies procera « Glauca Procumbens »
- Abies procera « Glauca Prostata »
- Abies procera « Glauca »
- Abies procera « Jeddeloh »
- Abies procera « Kelleris »
- Abies procera « Noble’s Dwarf »
- Abies procera « Sherwoodii »
- Abies recurvata
- Abies recurvata var. ernestii
- Abies religiosa
- Abies sachalinensis
- Abies sibirica – Sapin de Sibérie
- Abies spectabilis
- Abies squamata
- Abies umbilicata
- Abies veitchii « Hedergott »
- Abies veitchii « Pendula »
- Abies veitchii – Sapin de veitch
- Abies wilmoriniana
- Abies x arnoldiana
- Abies x borisii-regis
- Abies x bornmuelleriana
- Abies x phanerolepis
- Abies x pinsapo cephalonica « Rosemoor Far’m »
- Abies x shastensis
- Abies x vasconcellosiana
- Acacia
- Acacia albida - Fruitiers du C
- Acacia aneura Nouveau
- Acacia auriculaeformis Nouveau
- Acacia baileyana Nouveau
- Acanthinophyllum strepitans
- Acer - Erable
- Acer amplum
- Acer buergerianum - Érable trident
- Acer caesium
- Acer campestre - Érable champêtre
- Acer capillipes - Érable jaspé de rouge
- Acer cappadocicum - Érable de Cappadoce
- Acer carpinifolium - Érable à feuilles de charme
- Acer chaneyi
- Acer circinatum
- Acer cissifolium - Érable à feuille de vigne
- Acer davidii - Érable du Père David
- Acer douglasense
- Acer duplicatoserratum
- Acer glabrum - Érable nain
- Acer grandidentatum
- Acer griseum - Érable à écorce de papier
- Acer heldreichii
- Acer japonicum - Érable du Japon
- Acer macrophyllum - Érable à grandes feuilles
- Acer Miyabei - Érable de Miyabe
- Acer monspessulanum - Érable de Montpellier
- Acer negundo - Érable negundo
- Acer nigrum - Érable noir
- Acer opalus - Érable à feuilles d'obier
- Acer palmatum - Érable palmé
- Acer pensylvanicum - Érable de Pennsylvanie
- Acer pentaphyllum - Érable à cinq folioles
- Acer platanoides - Érable plane
- Acer pseudoplatanus - Érable sycomore
- Acer pseudosieboldianum
- Acer pycnanthum
- Acer rubrum - Érable rouge
- Acer rufinerve - Érable à feuilles de vigne, Érable rufinerve, Érable oriental à bourgeons gris, Érable à peau de serpent
- Acer saccharinum - Érable argenté
- Acer saccharum - Érable à sucre
- Acer sempervirens - Érable de Crète
- Acer shirasawanum
- Acer spicatum – Érable à épis
- Acer tataricum
- Acer tataricum ginnala
- Acer triflorum
- Acer tutcheri
- Adenolisianthus
- Aesculus assamica
- Aesculus californica - Pavier de Californie
- Aesculus californica « Blue Ha
- Aesculus chinensis
- Aesculus dallimorei
- Aesculus flava
- Aesculus flava « Vestita »
- Aesculus glabra
- Aesculus glabra var. Arguta
- Aesculus glabra var. Leucoderm
- Aesculus glabra « October Red »
- Aesculus glaucescens
- Aesculus hemiacantha
- Aesculus hippocastanum - Marronnier commun - marronnier d'Inde - marronnier blanc
- Aesculus hippocastanum « Aureo
- Aesculus hippocastanum « Bauma
- Aesculus hippocastanum « Crisp
- Aesculus hippocastanum « Darkf
- Aesculus hippocastanum « Digit
- Aesculus hippocastanum « Hampt
- Aesculus hippocastanum « Honit
- Aesculus hippocastanum « Incis
- Aesculus hippocastanum « Lacin
- Aesculus hippocastanum « Memmi
- Aesculus hippocastanum « Monst
- Aesculus hippocastanum « Paras
- Aesculus hippocastanum « Pumil
- Aesculus hippocastanum « Pyram
- Aesculus hippocastanum « Umbra
- Aesculus hippocastanum « Varie
- Aesculus hippocastanum « Wisse
- Aesculus indica
- Aesculus indica « Sydney Pearc
- Aesculus japonica
- Aesculus x arnoldiana
- Aesculus x bushii
- Aesculus x carnea
- Aesculus x carnea « Aureomargi
- Aesculus x carnea « Briotii »
- Aesculus x carnea « Plantieren
- Aesculus x carnea « Variegata
- Aesculus x hybrida
- Aesculus x marylandica
- Aesculus x mutabilis
- Ailanthus altissima
- Ailanthus excelsa
- Ailanthus giraldii
- Ailanthus grandis
- Ailanthus integrifolia
- Ailanthus malabarica
- Ailanthus triphysa
- Ailanthus vilmoriniana
- Aiouea angulata
- Amburana cearensis
- Anadenanthera peregrina
- Andradea floribunda
- Anthodiscus montanus
- ARCHIDENDRON
- Archidendron bigeminum
- Archidendron bigeminum
- Archidendron clypearia
- Archidendron contartum
- Astrocaryum triandrum
- Astronium urundeuva
- Attalea septuagenata
- Azeredia
- Bactris
- Bactris coloniata
- Chloroxylon swietenia
- Cochlospermum
- Cochlospermum angolense
- Cochlospermum fraseri
- Cochlospermum gillivraei
- Cochlospermum intermedium
- Cochlospermum noldei
- Cochlospermum planchonii
- Cochlospermum regium
- Cochlospermum religiosum
- Cochlospermum tetraporum
- Cochlospermum vitifolium
- Davidia involucrata
- Dicksonia antarctica (Fougère arborescente commune)
- Dipteronia (Erable d’or et d’argent)
- Dipteronia sinensis (Érable d'or et d'argent)
- Flindersia
- Ginkgo biloba (Arbre aus quarante écus)
- Liquidambar acalycina - Copalme de Chine
- Melia azedarach
- Myracrodruon urundeuva- Astronium urundeuva
- Pourouma cecropiifolia
- Toxicodendron vernicifluum - Vernis du Japon
- Vitex lucens
- Zelkova abeliceaii - zelkova crétoise
- BOURGEONS ET RAMEAUX 0
- DESCRIPTION DES ARBRES 4
-
NOMENCLATURE DES ARBUSTES
195
- Abelia
- Abelia biflora
- Abelia chinensis
- Abelia engleriana
- Abelia floribunda
- Abelia graebneriana
- Abelia ionandra
- Abelia mosanensis
- Abelia schumannii
- Abelia schumannii « Bumblebee’s »
- Abelia spathulata
- Abelia triflora
- Abelia triflora « Pendula »
- Abelia umbellata
- Abelia uniflora
- Abelia x grandiflora
- Abelia x grandiflora "Aurea"
- Abelia x grandiflora "Compacta"
- Abelia x grandiflora "Francis Mason"
- Abelia x grandiflora "Gold spot"
- Abelia x grandiflora "Gold Strike"
- Abelia x grandiflora « Hopley’s »
- Abelia x grandiflora « Kaleidoscope »
- Abelia x grandiflora « Prostrata »
- Abelia x grandiflora « Semperflorens »
- Abelia x grandiflora « Snowdrift »
- Abelia x grandiflora « Sunrise »
- Abelia x grandiflora « Sunspot »
- Abelia x grandifora « Mariesii »
- Abelia zanderi
- Abelia zanderi 'Little Richard'
- Abelia ~ Confetti
- Abelia ~ Conti
- Abelia ~Edward Gaucher
- Abeliophyllum distichum
- Abeliophyllum distichum « Roseum »
- Abroma augustum –Coton du diable
- Abroma fastuosa
- Abutilon arboreum
- Abutilon bedfordianum
- Abutilon bedfordianum « Rose »
- Abutilon fuchsioides
- Abutilon grandifolium
- Abutilon halophilum
- Abutilon indicum
- Abutilon Megapotamicum
- Abutilon megapotamicum « Allan
- Abutilon megapotamicum « Allan
- Abutilon mollissimum
- Abutilon muticum
- Abutilon otocarpum
- Abutilon palmeri
- Abutilon pictum
- Abutilon pictum « Moritz »
- Abutilon pictum « Thompsonii »
- Abutilon sellowianum var. marm
- Abutilon somneratianum
- Abutilon theophrasti
- Abutilon viticella
- Abutilon vitifolium
- Abutilon vitifolium var. album
- Abutilon vitifolium « Album »
- Abutilon vitifolium « Lilac »
- Abutilon vitifolium « Sincox W
- Abutilon vitifolium « Tennant’
- Abutilon vitifolium « Veronica
- Abutilon vitifolium « White Ch
- Abutilon x hybridum
- Abutilon x hybridum « Rosea »
- Abutilon x milleri « Variegatu
- Abutilon x ochsenii
- Abutilon x suntense
- Abutilon x suntense 'Jermyns'
- Abutilon x suntense « Ralph Go
- Abutilon x suntense « Violetta
- Abutilon x suntense « White Ch
- Abutilon ~ « Alexandra »
- Abutilon ~ « Amsterdam »
- Abutilon ~ « Anne »
- Abutilon ~ « Apfelblüte »
- Abutilon ~ « Apricot Beauty »
- Abutilon ~ « Ashford Red »
- Abutilon ~ « Bella Rosa »
- Abutilon ~ « Benary’s Giant »
- Abutilon ~ « Benary’s Riesen »
- Abutilon ~ « Bettina »
- Abutilon ~ « Biggi »
- Abutilon ~ « Boskoop Geel »
- Abutilon ~ « Boule de neige »
- Abutilon ~ « Brillant »
- Abutilon ~ « Burgi »
- Abutilon ~ « Canary Bird »
- Abutilon ~ « Cannington Carol
- Abutilon ~ « Cannington Peter
- Abutilon ~ « Cannington Sonia
- Abutilon ~ « Cerise Queen »
- Abutilon ~ « Cinderella »
- Abutilon ~ « Cloth of Gold – T
- Abutilon ~ « Cynthia Pyke »
- Abutilon ~ « Eva »
- Abutilon ~ « Feuerglocke »
- Abutilon ~ « Feuerwehr »
- Abutilon ~ « Firebell »
- Abutilon ~ « Flammenzauber »
- Abutilon ~ « Gelbe Glocke »
- Abutilon ~ « Globosum »
- Abutilon ~ « Golden Fleece »
- Abutilon ~ « Herzblut »
- Abutilon ~ « Hinton Seedling »
- Abutilon ~ « Jacqueline Morris
- Abutilon ~ « Kentish Belle »
- Abutilon ~ « Kleine Schönheit
- Abutilon ~ « Klener Stern »
- Abutilon ~ « Leuchtfeuer »
- Abutilon ~ « Louis Marignac »
- Abutilon ~ « Marietta »
- Abutilon ~ « Marion »
- Abutilon ~ « Master Michael »
- Abutilon ~ « Melody »
- Abutilon ~ « Milleri Variegate
- Abutilon ~ « Moderm Master »
- Abutilon ~ « Nabob »
- Abutilon ~ « Old Rose »
- Abutilon ~ « Orange Beauty »
- Abutilon ~ « Orange Glow »
- Abutilon ~ « Orange King »
- Abutilon ~ « Orange Vein »
- Abutilon ~ « Orange »
- Abutilon ~ « Parlor Maple »
- Abutilon ~ « Patrick Synge »
- Abutilon ~ « Peaches And Cream
- Abutilon ~ « Pink Beauty »
- Abutilon ~ « Pink Lady »
- Abutilon ~ « Pocheri Bordeaux
- Abutilon ~ « Pocheri Orange »
- Abutilon ~ « Pocheri Rouge »
- Abutilon ~ « Red Bells »
- Abutilon ~ « Rosa Mini »
- Abutilon ~ « Rosa Puppe »
- Abutilon ~ « Rosalie »
- Abutilon ~ « Rose Glow »
- Abutilon ~ « Rosenrot »
- Abutilon ~ « Sabina »
- Abutilon ~ « Savitzii »
- Abutilon ~ « Souvenir de Bonn
- Abutilon ~ « Suntense »
- Abutilon ~ « Variegata »
- Abutilon ~ « Ville de Lyon »
- Abutilon ~ « White Form »
- Abutilon ~ « Yellow Beauty »
- Abutilon × milleri
- Acacia acinacea
- Acacia aculeatissima
- Acacia acuminata
- Acacia adsurgens
- Acacia adunca
- Acacia alata
- Acacia alpina Nouveau
- Acacia arenaria Nouveau
- Acacia argyrophylla Nouveau
- Allamanda blanchetii
- Allamanda cathartica
- Allamanda neriifolia
- Arctostaphylos manzanita
- Argyrocytisus battandieri - Genêt ananas - Cytisus battandieri
- Aronia arbutifolia
- Brugmansia arborea
- Brugmansia aurea
- Brugmansia ou Datura arboresce
- Brugmansia sanguinea
- Brugmansia suaveolens
- Brugmansia versicolor
- Ceratostigma minus
- Eleutherococcus - Éleuthérocoq
- Eleutherococcus divaricatus
- Eleutherococcus giraldii
- Eleutherococcus henryi
- Eleutherococcus lasiogyne
- Eleutherococcus leucorrhizus
- Eleutherococcus rehderianus
- Eleutherococcus sciadophylloid
- Eleutherococcus senticosus
- Eleutherococcus sessiliflorus
- Eleutherococcus setchuensis
- Eleutherococcus sieboldianus «
- Eleutherococcus sieboldianus «
- Eleutherococcus sieboldianus « Variegatus »
- Eleutherococcus simonii
- Eleutherococcus spinosus
- Eleutherococcus trichodon
- Eleutherococcus trifoliatus
- Eleutherococcus wilsonii
- Rhus typhina - Vinaigrier, Sum
- Tecoma capensis « Hammer’s ros
- Teucrium fruticans
- GLOSSAIRE MYCOLOGIQUE 0
- LA BIOLOGIE DES CHAMPIGNONS 1
- LA CLASSIFICATION DES CHAMPIGNONS 1
- LA DESCRIPTION DES CHAMPIGNONS 1
- LA REPRODUCTION DES CHAMPIGNONS 1
- LA VIE DES CHAMPIGNONS 1
- LE MONDE DES CHAMPIGNONS 1
- LES CHAMPIGNONS TOXIQUES 1
- LES FAMILLES DES CHAMPIGNONS 0
-
NOMENCLATURE DES CHAMPIGNONS
13
- Albatrellus ovinus - (Polypore des brebis)
- Armillaria
- Aureoboletus cramesinus
- Boletus badius - Bolet bai
- Boletus calipes - Bolet à pied creux
- Boletus calopus - Bolet à beau pied
- Boletus chrysenteron - Bolet à chair jaune
- Boletus edutis -cèpe de Bordeaux
- Boletus fechtneri - Bolet de Fechtner
- Boletus luridus - Bolet blafard
- Boletus pinophilus - Bolet pinicola - Bolet des pins
- Boletus piperatus - Bolet poivré
- Entomophthora muscae
-
NOMENCLATURE DES MOUSSES
31
- Anthoceros
- Anthoceros agrestis
- Anthoceros cavernosus
- Anthoceros punctatus
- Anthoceros rosulans
- Anthoceros tuberculatus
- Anthoceros sambesianus
- Dendroceros
- Dendroceros africanus
- Dendroceros borbonicus
- Dendroceros cavernosus
- Dendroceros crispus
- Dendroceros granulatus
- Dendroceros humboldtensis
- Dendroceros javanicus
- Dendroceros subplanus
- Dendroceros tahitensis
- Folioceros
- Folioceros fuciformis
- Folioceros glandulosus
- Leiosporoceros dussii
- Nothoceros
- Nothoceros vincentianus
- Phaeoceros
- Phaeoceros carolinianus
- Phaeoceros exiguus
- Phaeoceros flexivalvis
- Phaeoceros laevis
- Phaeomegaceros fimbriatus
- Phymatoceros bulbiculosus
- Sphaerosporoceros
- INTRODUCTION 1
- LES BRYOPHYTES 1
-
NOMENCLATURE DES PLANTES ANNUELLES
14
- Abelmoschus esculentus
- Abelmoschus manihot - Aibika
- Abelmoschus manihot « Cream Cup »
- Abelmoschus manihot « Sunset »
- Abelmoschus moschatus « Pacific »
- Anacyclus radiatus
- Brugmansia arborea
- Brugmansia aurea
- Brugmansia ou Datura arboresce
- Brugmansia sanguinea
- Brugmansia suaveolens
- Brugmansia suaveolens
- Brugmansia versicolor
- Datura (Datura stramonium), herbe du diable toxique
-
NOMENCLATURE DES PLANTES AQUATIQUES
16
- Acorus gramineus « Variagatus »
- Caltha natans
- Euryale ferox
- Hydrocotyle
- Hydrocotyle americana
- Hydrocotyle bonariensis
- hydrocotyle formosa
- Hydrocotyle leucocephala
- Hydrocotyle mexicana
- Hydrocotyle quinqueloba
- Hydrocotyle ramiflora
- Hydrocotyle ranunculoides
- Hydrocotyle sibthorpioides
- Hydrocotyle verticillata
- Hydrocotyle vulgaris
- Isoetes bolanderi - Isoète de Bolander
- INTRODUCTION SUR LES PLANTES VIVACES 2
-
NOMENCLATURE DES PLANTES VIVACES
83
- Abelmoschus
- Abelmoschus esculentus
- Abelmoschus manihot
- Abelmoschus manihot "Cream Cut"
- Abelmoschus manihot « Sunset »
- Abelmoschus moschatus
- Abelmoschus moschatus « Pacific »
- Abronia
- Abronia alpinia
- Abronia fragrans
- Abronia latifolia
- Abronia maritima
- Abronia pogonantha
- Abronia umbellata
- Abronia villosa
- Abutilon ~ « Bella »
- Acaena
- Acaena argentea
- Acaena buchananii
- Acaena caesiiglauca
- Acaena inermis
- Acaena microphylla
- Acaena myriophylla
- Acaena novae-zelandiae
- Acaena ovalifolia
- Ajuga genevensis
- Alyssum murale
- Alyssum saxatile
- Amsonia ciliata
- Atropa belladonna (Belladone)
- Calochortus
- Chondrilla juncea - Chondrille à feuilles de joncs - Chondrille effilée - Chondrille à tige de jonc - Salade à bûches
- Cortaderia richardii (Herbe de la pampa)
- Cortaderia selloana (Herbe da la pampa) (gynerium)
- Doronicum clusii
- Echinops sphaerocephalus - Oursin à têtes rondes
- Gynura aurantiaca « Purple Passion »
- Helleborus (Ranunculaceae)
- Helleborus argutifolius - Hellébore de Corse
- Helleborus croaticus
- Helleborus dumetorum
- Helleborus foetidus
- Helleborus foetidus - Hellébore fétide
- Helleborus grandorfensis « Ice n'Roses White »
- Helleborus liguricus
- Helleborus lividus subsp. Corsicus
- Helleborus multifidus
- Helleborus multifidus subsp. Serbicus
- Helleborus niger
- Helleborus odorus
- Helleborus orientalis - Rose de carême
- Helleborus purpurascens - Hellébore pourpre
- Helleborus thibetanus
- Helleborus thibetanus
- Helleborus torquatus - Hellébore de Serbie
- Helleborus viridis - Hellébore vert
- Helleborus viridis subsp. Occidentalis
- Lespédéza
- Lycopodium annotinum
- Pelargonium citronellum
- Pelargonium crispum – Géranium odorant
- Pelargonium cucullatum - Géranium à feuilles en entonnoir
- Pelargonium fulgidum
- Pelargonium graveolens – Pélargonium rosat
- Pelargonium hederaefolium - Géranium lierre, Géranium des balcons
- Pelargonium X domesticum - Pélargonium des fleuristes, Pélargonium régal, Géranium à grandes fleurs
- Pelargonium ×hortorum – Pélargonium zonale
- Primula (primevère)
- Rheum (Rhubarbe)
- Rosa xanthina « Canary Bird »
- Ruta chalepensis - Rue de Chalep
- Symphytum (Consoude)
- Symphytum asperum - Consoude hérissée - Consoude rude
- Symphytum azureum - Consoude bleue
- Symphytum bulboseum - Consoude bulboseum
- Symphytum caucasicum - Consoude du Caucase
- Symphytum grandiflorum - Consoude à grandes fleurs
- Symphytum gussonei - Consoude gussonei
- Symphytum gussonei - Consoude gussonei
- Symphytum officinale - Consoude officinale
- Symphytum officinale - Consoude officinale
- Tanacetum vulgare (La Tanaisie commune)
- Tanacetum vulgare (La Tanaisie commune) (Chrysanthemum vulgare )
-
NOMENCLATURE DES ROSIERS
15
- Rosa moyesii « Geranium »
- Rosa rugosa « Hansa »
- Rosa x gallica « Complicata »
- Rosa xanthina « Canary Bird »
- Rosa « Belle Amour »
- Rosa « Celile Brünner »
- Rosa « Centenaire de Lourdes »
- Rosa « Clair Matin »
- Rosa « Claude Monet »
- Rosa « Duchesse de Brabant »
- Rosa « Elina »
- Rosa « Fluorescent »
- Rosa « Glamis Castle »
- Rosa « Graham Thomas »
- Rosa « Madame Caroline Testout »
- INTRODUCTION 0
Aujourd'hui
140 visiteurs - 2300 pages vues
Total
186372 visiteurs - 574923 pages vues
Contenu
Nombre de pages : 2878
Nombre de billets : 4
Vous êtes le ème visiteur
Roussillon

Peu nuageux
- Min: 9 °C
- Max: 10 °C
- Vent: 29 kmh 340°
- BOTANISTE JEAN-MARC GIL TOUT SUR LA BOTANIQUE /
- LA BOTANIQUE /
- LES ANIMAUX NUISIBLES AUX PLANTES ORNEMENTALES /
- LES NEMATODES /
- Ditylenchus destructor
Ditylenchus destructor Nématode de la pomme de terre
Ditylenchus destructor est présent sur tous les continents. Ce nématode a pour hôte principal la pomme de terre. Il peut également être présent sur différents bulbes ornementaux, sur carottes, ails ou encore pissenlits. Concernant les bulbes et plantes à rhizome, il est particulièrement dommageable aux iris bulbeux, tulipes, crocus, glaïeuls, Tigridia et Begonia.
Ditylenchus destructor, le nématode de la pourriture des racines (aussi appelé nématode de la pomme de terre), est un minuscule nématode pouvant causer d’importants dommages aux parties souterraines (racines, tubercules, bulbes) des cultures hôtes, notamment les pommes de terre, les betteraves à sucre, les carottes et l’ail.
Le nématode de la pourriture des racines peut réduire le rendement des récoltes hôtes, en plus de causer des dommages supplémentaires pendant l’entreposage. Bien que ce nématode ne présente aucun risque pour la santé humaine, il peut avoir une incidence sur le commerce international de certains produits (surtout les pommes de terre).
Au Canada, le nématode de la pourriture des racines (aussi appelé nématode de la pomme de terre) est un ravageur réglementé justiciable de quarantaine, en vertu de la Loi sur la protection des végétaux, appliquée par l’Agence canadienne d’inspection des aliments (ACIA). On a décelé sa présence dans certaines parties du Canada, aux États-Unis, au Mexique, en Afrique, en Asie, en Europe, en Océanie et en Amérique du Sud.
Le nématode, qui se déplace lentement par lui-même, se dissémine principalement par le biais de végétaux infestés (par exemple, les tubercules des pommes de terre, les porte-greffes, les rhizomes et les bulbes, surtout ceux des iris). La terre infestée qui se colle sur le matériel de plantation, la machinerie et les véhicules peut également transporter le nématode. Par ailleurs, l’irrigation ou les inondations peuvent contribuer au déplacement du ravageur sur de courtes distances.
Il est rare que des signes de la présence du nématode de la pourriture des racines apparaissent en surface. Des plants de pommes de terre gravement infestés peuvent être de plus petite taille et avoir des feuilles enroulées, décolorées et plus petites.
L’infestation des bulbes d’iris et de tulipes a tendance à commencer à la base. Elle cause l’apparition de lésions grises et noires qui se propagent vers le haut. Les racines noircissent et les feuilles, dont les bouts jaunissent, ne poussent pas beaucoup.
On peut voir les débuts de l’infection chez les pommes de terre en enlevant la pelure. On aperçoit alors des taches blanc cassé qui, plus tard, s’agrandiront, fonceront et prendront une texture farineuse. Des tubercules gravement atteints peuvent présenter de petites dépressions. Leur peau peut être fendue, ridée et détachée de la chair sous jacente à certains endroits, en plus de passer d’une couleur grisâtre au brun foncé ou au noir.
Contrairement à d’autres espèces de nématodes, le nématode de la pourriture des racines ne profite pas d’un stade de réserve de protection et est incapable de survivre pendant de longues périodes de dessiccation (déshydratation). Par conséquent, le ravageur n’est un phytoparasite important que dans des conditions fraîches et humides. Le nématode hiverne en se nourrissant de restants de débris végétaux ou en demeurant dans la terre (adultes et larves), où il peut se multiplier en se nourrissant d’un grand éventail d’autres végétaux hôtes. Le nématode peut également hiverner sous forme d’oeufs.
Hôtes
La pomme de terre constitue l’hôte principal, mais le nématode peut également s’attaquer à d’autres cultures, notamment :
- les iris;
- les carottes;
- les dahlias;
- l’ail;
- les glaïeuls;
- les oignons;
- les betteraves à sucre;
- les patates douces;
- les tulipes.
Au moins 90 espèces de cultures ou de mauvaises herbes (comme le pissenlit, le plantain et la menthe) servent d’hôtes. On sait également que le nématode se nourrit d’un éventail similaire de champignons du sol.
Meilleures pratiques de gestion
Une fois établis, le nématode de la pourriture des racines est presque impossible à éradiquer, car il peut survivre sur une vaste gamme d’autres hôtes et champignons du sol.
Bien qu’une nouvelle génération de ce nématode voit le jour pour chaque nouvelle culture hôte, les mesures qui suivent peuvent être prises pour aider à réduire la population de nématodes au fil du temps et lutter contre ce ravageur :
- Éviter de déplacer la terre et les débris végétaux pouvant être infestés vers d’autres terres agricoles au moyen de machinerie, d’équipement ou d’outils agricoles partagés.
- Nettoyer et désinfecter tout équipement avant de se rendre dans une nouvelle exploitation agricole ou un autre champ.
- Faire en sorte que tous les véhicules de transport commercial soient exempts de terre et de débris végétaux.
- Planter des pommes de terre de semence certifiées dans des terres déclarées exemptes du nématode.
- Éviter de toujours planter les mêmes espèces dans les mêmes champs et effectuer une rotation avec des cultures non hôtes.
- Lors du lavage des cultures, empêcher les fuites de débris végétaux, d’eau et de terre.
- Entreposer séparément les cultures, c’est‑à-dire par champ.
- Planter des cultures abris dans les champs qui ne sont pas utilisés pour éviter le déplacement de terre par l’eau et le vent.
- Poser des haies ou des barrières de gazon entre les champs et le long des routes.
Ditylenchus destructor est un nématode phytopathogène communément appelé nématode de la pourriture de la pomme de terre. D'autres noms communs incluent le nématode de l’iris, l’anguille des tubercules de la pomme de terre et le nématode des tubercules de la pomme de terre. C'est un nématode migrateur endoparasite que l'on trouve couramment dans des régions comme les États-Unis, l'Europe, l'Asie centrale et l'Afrique australe.
Cycle de la maladie
Les nématodes de la pourriture de la pomme de terre sont des vers microscopiques d'environ 1,4 millimètre de long. Leur cycle de vie a lieu à l'intérieur des tubercules de pomme de terre où ils mangent des grains d' amidon . Cela fait que les tissus affectés deviennent bruns et poudreux, et la surface du tubercule se couvre de taches sombres avec une peau sèche et craquelée. Les nématodes vivent à l'intérieur du tissu vivant où ils s'agrègent rapidement car les femelles fécondes produisent chacune jusqu'à 250 œufs. Ils survivent dans les tubercules stockés pendant l'hiver et peuvent infecter les stolons du matériel végétal. Après l'infection, les nématodes se déplacent dans tout le tissu végétal en produisant une enzyme pectinase, qui provoque la dégénérescence cellulaire et est le principal agent causal de la pourriture observée. Le sol ne joue qu'un rôle secondaire dans le transfert de ce nématode.
Le cycle de vie de Ditylenchus destructor dure environ 6 jours. Comme Ditylenchus destructor est un endoparasite, la majorité du cycle de vie se produit à l'intérieur du tissu hôte. Il existe quatre périodes de mue et stades juvéniles de développement pour Ditylenchus destructor, le premier stade juvénile se produisant dans l'œuf. Les femelles déposent des œufs à l'intérieur du tubercule à partir de leurs ovaires, moment auquel les embryons commencent à subir un processus de clivage, commençant le premier stade juvénile. Deux heures et demie plus tard, le nématode juvénile peut être vu à travers la paroi de l'œuf, et 48 heures plus tard, le premier stade larvaire est terminé et l'éclosion se produit. L'éclosion marque la mue dans le deuxième stade juvénile, et le développement se poursuit jusqu'à la prochaine mue. Au troisième stade juvénile, les structures sexuelles commencent à se développer et à devenir visibles. Ce développement de structures supplémentaires provoque de grandes quantités de croissance et l'allongement est observé chez le nématode (en particulier chez les femelles qui ont plus de développement). C'est au quatrième stade que les structures sexuelles se développent pleinement: développement vaginal chez les femelles et développement des testicules chez les mâles. À ce stade, les nématodes subissent leur mue finale et entrent dans la dernière étape adulte de leur cycle de vie. Après s'être nourries d'un hôte pendant un certain temps, les femelles pondent des œufs à l'intérieur du tubercule, les œufs sont fécondés par un mâle et le cycle se répète.
En tant qu'endoparasite migratrice, les femelles Ditylenchus destructor pondent des œufs dans tout le tissu végétal tout en se déplaçant de cellule en cellule. Une fois éclos, les nématodes juvéniles se déplaceront soit dans le tissu végétal environnant, soit hors de la plante à partir de laquelle ils ont éclos jusqu'à un hôte sain à proximité. Cependant, Ditylenchus destructor n'est pas très mobile dans le sol, de sorte que la dispersion se produit principalement pendant la récolte ou le transport de l'hôte lorsque des tubercules sains se trouvent à proximité immédiate. Si les nématodes quittent l'hôte initial, ils infectent le plus souvent les tubercules d'un nouvel hôte; cependant, il leur est parfois possible d'infecter les parties aériennes de la plante et de migrer vers les tubercules à travers les cellules végétales.
Environnement
Contrairement aux autres nématodes, Ditylenchus destructor n'a pas de forme au repos, les conditions environnementales ont donc un impact important sur les habitudes de l'organisme. Les conditions les plus optimales pour les nématodes sont des sols aux alentours de 28 ° C. Les températures supérieures ou inférieures à cette plage inhiberont le mouvement et le cycle de vie du nématode; par conséquent, la plage de 28 ° C offre des conditions de croissance optimales. Les sols humides sont également particulièrement favorables au développement du nématode ainsi qu'à son déplacement dans le sol. Étant donné ces conditions, les emplacements les plus opportuns pour Ditylenchus destructor sont dans le Midwest et le sud de l'Amérique du Nord ainsi que dans les parties centrales de l'Europe et de l'Asie. Dans ces zones, les pratiques agricoles influencent également largement la propagation du pathogène. Lors de la récolte et du transport des tubercules, les déplacer en gros tas permet aux nématodes de passer d'un tubercule infecté à un tubercule sain environnant, ce qui favorise la propagation de la maladie.
Hôtes et symptômes
En plus des pommes de terre, les nématodes de la pourriture de la pomme de terre ont un large éventail de plus de 100 espèces d'hôtes appartenant à de nombreuses familles. Certains d'entre eux comprennent la luzerne, les betteraves, les carottes, l'ail, le houblon, la menthe, les panais, les arachides, la rhubarbe, les tomates et les plantes à fleurs telles que les iris et les tulipes. Les nématodes n'attaquent que les tissus souterrains, non aériens des plantes comme les racines, les bulbes, les rhizomes et les tubercules.
Les principaux symptômes de Ditylenchus destructor, communs aux pommes de terre et à ses autres hôtes, sont la pourriture et la décoloration des tissus végétaux souterrains. Chez les pommes de terre, une infection précoce peut être détectée par de petites taches blanches sous la peau de la pomme de terre. Au fur et à mesure que la maladie progresse, ces taches deviennent plus grandes et plus foncées avec une apparence spongieuse ou creuse. Les tubercules développent des zones enfoncées et la peau devient sèche, craquelée et détachée de la chair sous-jacente. Il y a une décoloration supplémentaire à ce stade qui est souvent due à des invasions secondaires de champignons, de bactéries et de nématodes libres. Les symptômes au-dessus du sol ne sont généralement pas observés, bien que les plantes fortement infectées soient souvent plus faibles, plus petites et peuvent avoir des feuilles recourbées ou décolorées.
Les symptômes de Ditylenchus destructor sur les bulbes de plantes à fleurs telles que les iris et les tulipes sont similaires à ceux des pommes de terre, sauf que l'infection se produit généralement à la base de l'ampoule et se déplace vers le haut. Les écailles charnues développent des lésions jaunies à noires décolorées, les racines noircissent et les feuilles peuvent développer des extrémités jaunes. Les nématodes de la pourriture de la pomme de terre dans les arachides, comme les arachides, développent des coques noircies, des grains rétrécis et des embryons avec une décoloration brune.
Les nématodes de la pourriture de la pomme de terre sont identifiés et diagnostiqués par diverses méthodes morphologiques et moléculaires. Les méthodes morphologiques sont le principal moyen de diagnostic, les méthodes moléculaires étant utilisées lorsqu'il y a un faible niveau d'infestation ou lorsque seuls des juvéniles sont présents. Les nématodes sont extraits de tissus végétaux infectés et examinés au microscope pour les caractéristiques distinctives telles que le corps et le stylet, et la morphologie de la queue. Les méthodes moléculaires pour identifier Ditylenchus destructor (en particulier pour le distinguer des autres espèces de Ditylenchus) comprennent des PCR (réactions en chaîne par polymérase) pour trouver des modèles de restriction de l'ADN pour identifier des espèces spécifiques.
La gestion
La gestion de Ditylenchus destructor peut être réalisée par diverses méthodes de contrôle préventif et chimique. Une fois les nématodes établis, ils sont très difficiles à éradiquer en raison de la vaste gamme d'autres hôtes sur lesquels ils peuvent survivre. Par conséquent, les mesures préventives sont généralement le premier moyen de lutte contre les nématodes de la pourriture de la pomme de terre. Il est essentiel de planter du matériel et des emplacements exempts de ces nématodes, de sorte que le sol, les semences et les machines agricoles doivent tous être soigneusement contrôlés. Cela se fait en désinfectant les machines et en éliminant tous les débris végétaux potentiellement infectés de l'équipement agricole lors du transfert d'un champ à l'autre. Les graines certifiées exemptes de Ditylenchus destructor doivent être plantées. La rotation des cultures comme forme de lutte est difficile en raison de la large gamme d'hôtes des nématodes; par conséquent, les cultures non hôtes doivent être soigneusement sélectionnées pour être utilisées pour la rotation chaque saison. Les mauvaises herbes doivent également être éradiquées, car elles agissent souvent comme hôtes alternatifs pour les nématodes de la pourriture de la pomme de terre.
La lutte chimique contre Ditylenchus destructor peut être obtenue avec des nématicides appliqués dans le sol tel que le carbofuran, le dibromure d'éthylène, le VAPAM HL et le TELONE. La fumigation avec ces nématicides est souvent associée à des mesures mécaniques pour atteindre un contrôle optimal. Par exemple, le Wisconsin a éradiqué ces nématodes des pommes de terre en utilisant de façon répétée du dibromure d'éthylène et en limitant le mouvement des tubercules infectés. Une autre méthode de gestion a été démontrée par le contrôle des nématodes de la pourriture de la pomme de terre dans l'ail. Les graines ont été enrobées de thirame ou de poudre mouillable de bénomyl avant d'être plantées, ce qui a permis de très bien contrôler la maladie.
Importance
Ditylenchus destructor peut se reproduire à des taux élevés et causer de grands dommages aux hôtes et peut donc être très dommageable pour une culture commerciale. L'un des impacts les plus importants de Ditylenchus destructor se trouve en Afrique du Sud, où il a provoqué une maladie majeure parmi les plantations d'arachides au début des années 1990. Dans les champs où les nématodes ont été trouvés, entre 40% et 60% des arachides présentaient de grandes quantités de symptômes qui ont fortement endommagé les niveaux de production. De même, les mêmes problèmes ont été observés en Suède dans les années 1970, lorsque Ditylenchus destructor a été trouvé dans leurs champs de pommes de terre. Dans ce cas, il a provoqué la maladie entre 40% et 70% des pommes de terre cultivées dans le champ où le pathogène a été trouvé. Enfin, l'un des cas les plus graves de la maladie a été découvert en Estonie dans les années 1960. Dans ce cas, les nématodes n'ont été trouvés que sur environ 6% des exploitations de pommes de terre, mais dans ces exploitations entre 70% et 90% des pommes de terre présentaient des symptômes graves. Ce taux élevé de maladie a causé d'immenses dégâts aux champs infectés et une grande quantité de récoltes a été perdue.
Il y a également eu des cas où les nématodes ont également affecté des zones aux États-Unis. Depuis 1953, le Wisconsin a dû mettre en quarantaine plusieurs zones après avoir trouvé Ditylenchus destructor dans des champs de pommes de terre locaux. L'agent pathogène a également été observé dans l'Idaho où il était au départ une préoccupation majeure, car les pommes de terre sont une culture d'État majeure. Les autres États qui ont eu des problèmes de Ditylenchus destructor sont l'Arkansas, la Californie, Hawaï, l'Indiana, le New Jersey, la Caroline du Nord, l'Oregon, la Caroline du Sud, la Virginie, Washington et la Virginie occidentale. Heureusement, les États-Unis ont utilisé des lois de contrôle très strictes pour éviter tout dommage généralisé ou majeur similaire à celui observé dans le passé.
La liste complète des pays qui ont été touchés par Ditylenchus destructor comprend l'Azerbaïdjan, le Bangladesh, la Chine, l'Inde, l'Iran, le Japon, le Kazakhstan, la Corée, le Kirghizistan, la Malaisie, le Pakistan, l'Arabie saoudite, le Tadjikistan, la Turquie, l'Ouzbékistan, l'Afrique du Sud, le Canada, le Mexique. , États-Unis, Haïti, Équateur, Pérou, Albanie, Autriche, Biélorussie, Belgique, Bulgarie, République tchèque, Estonie, Finlande, France, Allemagne, Grèce, Hongrie, Irlande, Italie, Lettonie, Lituanie, Luxembourg, Moldavie, Pays-Bas, Norvège , Pologne, Roumanie, Russie, Slovaquie, Span, Suède, Suisse, Ukraine, Royaume-Uni, Australie et Nouvelle-Zélande.
D. destructor, ou nématode de la maladie vermiculaire de la pomme de terre, attaque exclusivement, ou presque, les parties souterraines des végétaux (par exemple, tubercules, rhizomes et parties souterraines identiques à des tiges). L'espèce est quasi cosmopolite, commune dans les régions tempérées et responsable de fortes baisses de production dans les cultures de pommes de terre et de houblon (OEPP, 2013a). La gamme d'hôtes du nématode est vaste, puisqu'elle comprend plus de 90 espèces végétales, dont des plantes ornementales, des végétaux cultivés et des adventices. Solanum tuberosum (pomme de terre) est le végétal hôte principal, les tubercules étant envahis par une pourriture humide ou une pourriture sèche qui se dissémine sur les autres tubercules entreposés. Dans certaines conditions, les organismes responsables de la pourriture humide peuvent considérablement endommager les tubercules, mais aussi tuer les nématodes. D. destructor ne peut survivre que lorsque le tubercule est envahi par des organismes provoquant une pourriture sèche. Rojankovski et Ciurea (1986) ont dénombré 55 espèces de bactéries et de fungi associées à D. destructor dans les tubercules de S. tuberosum, les plus communes étant Fusarium spp. Parmi les autres hôtes habituels, on trouve Ipomoea batatas (patate douce), les iris bulbeux (hybrides et sélections dérivés de Iris xiphium et Iris xiphioides), Taraxacum officinale (pissenlit), Humulus lupulus (houblon), Tulipa spp. (Tulipe), Leopoldia comosa (muscari à toupet), Hyacinthus orientalis (jacinthe), Gladiolus spp. (Glaïeul), Dahlia spp. (Dahlia), Coronilla varia et Anthyllis vulneraria (vesce), Beta vulgaris (betterave à sucre, betterave fourragère et betterave), Calendula officinalis (souci), Daucus carota (carotte), Petroselinum crispum (persil) et Trifolium spp. (Trèfle rouge, trèfle blanc et trèfle hybride) (Sturhan et Brzeski, 1991). En l'absence de végétaux supérieurs, D. destructor se reproduit facilement sur le mycélium de quelque 70 espèces de fungi, et l'on sait qu'il peut détruire les hyphes de champignons cultivés (Sturhan et Brzeski, 1991). L'espèce est capable de survivre à la dessiccation et aux basses températures, mais elle ne forme pas de masse laineuse comme le fait D. dipsaci (Kühn, 1857) Filipjev, 1936. Cependant, elle passe l'hiver sous la forme d'œufs, ce qui fait que ces derniers jouent un rôle plus vital chez D. destructor que chez D. dipsaci. Dans les plants de pomme de terre et les bulbes de fleurs, D. destructor fait partie des organismes nuisibles réglementés dans de nombreux pays (Sturhan et Brzeski, 1991). D. destructor a été signalé sur Arachis hypogaea (arachide) en Afrique du Sud, mais l'on considère aujourd'hui qu'il s'agit d'une espèce distincte, Ditylenchus africanus Wendt, Swart, Vrain et Webster, 1995, proche de D. destructor sur les plans morphologique et morphométrique.
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Date de dernière mise à jour : 12/10/2020