-
GLOSSAIRE
613
- A.D.N.
- ABA
- ABATOL
- ABATOUL
- ABATTIS
- ABAXIAL
- ABERRANT
- ABIÉTAIE
- ABIOTIQUE
- ABLASTIE
- ABORIGÈNE
- ABORNEMENT
- ABORTIF
- ABREVIE
- ABRICOT
- ABRUPT
- ABRUPTEMENT
- ABRUPTINERVÉ
- ABRUPTIPENNÉE
- ABSCISE
- ABSCISSE
- ABSCISSION
- ABSCISSIQUE (ACIDE)
- ABSORBANT
- ABYSSALE
- ABYSSE
- ACAHUAL
- ACALICALE
- ACALICULÉ
- ACANTHAIRE
- ACANTHÉ
- ACANTHOCARPE
- ACANTHOCLADE
- ACANTHOPHORE
- ACANTHOPODE
- ACAROCÉCIDIES
- ACAULE
- ACAULESCENT
- ACCESCENT
- ACCOMMODAT
- ACÉTYLCHOLINE
- ACÉTYLE
- ACICULE
- ACIDE ASCORBIQUE
- ACRONYMIE
- ACROTONIE
- ACTINOMORPHE
- ACTINOPODA
- ACUMINE
- ADAXIAL
- ADENOCARCINOME
- ADN ribosomique
- ADULTE (FEUILLE)
- ADVENTICE
- AÉROBIE
- AÉROHALIN
- Aesculus hippocastanum « Paras
- AGAMOSPERMIE
- AGAMOSPERMIE GAMETOPHYTE
- AGAMOSPERMIE SPOROPHYTIQUE
- AGENT PHYTOPATHOGENE
- AIGUILLON
- AKÈNE
- ALBUMEN
- ALCALOÏDE
- ALCALOÏDE PYRROLIZIDINIQUE
- ALCALOÏDE TROPANIQUE
- ALLANTOÏNE
- ALLELE
- ALLERGENE
- ALLERGENICITER
- ALUMINOSILICATE
- AMIBOÏDE
- AMIDON
- AMINE
- AMOEBOZOA
- AMPHIBIA
- AMPHIHALIN
- AMPHITONIE
- AMPHITROPE
- AMPHIXÉNOSE
- AMYLACE
- ANABIOSE
- ANAÉROBIE
- ANAPHASE
- ANASTOMOSE
- ANATROPE
- ANDROCEE
- ANDROMONOIQUE
- ANEMOGAME
- ANGIOSPERME
- ANION
- ANISOCLADIE
- ANISOCYTIQUE
- ANISOPHYLLIE
- ANOMOCYTIQUE
- ANTERIEUR
- ANTHERE
- ANTHOCEROTOPHYTA
- ANTHOPHYTE
- ANTHROPISÉ
- ANTHROPOZOONOSE
- ANTICHOLINERGIQUE
- ANTIGÈNE
- APANAGE
- APEIRON
- APERTURE
- APEX
- APICAL
- APICULE
- APOMIXIES
- APOSÉMATISME
- APOSPORIE
- APPRESSORIA
- ARABINOSE
- ARCHAEA
- ARCHAEPLASTIDA
- ARCHÉGONE
- ARILLE
- ARTHROPODA – ARTHROPODE
- ASCOMYCÈTE
- ASYMÉTRIE
- ATOME
- ATYPIQUE
- AUTOGAME
- AUTOGAMIE
- AUTOHÉMORRHÉE
- AUTOÏQUE
- AUTOSOME
- AUTOTROPHE
- AUTOTROPHIE
- AVOCYTE
- AXILLAIRE
- AXONÈME
- AZOLE
- BACILLE – FORME
- BACTÉRIE
- BACTÉRIOCÉCIDIES
- BAIE
- BASALTE
- BASALTIQUE
- BASILAIRE
- BASITONIE
- BIFACIALE
- BIFLAGELLÉ
- BIOCHIMIE
- BIODIVERSITÉ
- BIOLOGIE
- BIOMINÉRALISATION
- BIOSPHÈRE
- BIOTOPE
- BIOTROPHIQUE
- BIOVAR
- BIVOLTINE
- BOCAGE
- BORE
- BOTANIQUE
- BRACTEE
- BROME
- BRYOPHYTA
- BRYOPHYTE
- CABOSSE
- CADUCIFOLIÉE
- CAECOTROPHIE
- CALCIUM
- CALICE
- CAMBIUM
- CAMBRIEN
- CAMPYLOTROPE
- CANALICULE
- CAPSULE
- CARPELLE
- CARPOPHORE
- CARYOCINÈSE
- CARYOPSE
- CARYOTYPE
- CASÉINE
- CATION
- CAULINAIRE
- CÉCIDIE
- CÉCIDOGÈNE
- CELLULE (biologie)
- CELLULE GERMINALE
- CELLULE SOMATIQUE
- CELLULOLYTIQUE
- CELLULOSE
- CEMAGREF - INSTITUT NATIONAL DE RECHERCHE EN SCIENCES ET TECHNOLOGIES POUR L'ENVIRONNEMENT ET L'AGRICULTURE
- CENOZOÏQUE
- CENTROMÈRE
- CESPITEUX
- CHAMAEPHYTE
- CHAROPHYTE
- CHAZALE
- CHÉLATION
- CHÊNAIE
- CHIMIOSYNTHESE
- CHIMIOTACTIQUE
- CHIMIOTAXIE
- CHIMIOTROPHE
- CHIMIOTROPHIE
- CHITINE
- CHLORE
- CHLORENCHYME
- CHLOROBIONTA – CHLOROBIONTE
- CHLOROPHYLLE
- CHLOROPHYTA
- CHLOROPLASTE
- CHLOROTIQUE
- CHROMATIDES
- CHROMATINE
- CHROME
- CHROMISTA
- CHROMOSOME
- CHRYSALIDE
- CILIOPHORA
- CIRCINOTROPE
- CIRCULATION THERMOHALINE
- CISGÉNIQUE
- CITRIFORME
- CLADE
- CLADOGENÈSE
- CLASSE - BIOLOGIE
- CLASSIFICATION
- CLASSIFICATION CLASSIQUE
- CLASSIFICATION DE RAUNKIER
- CLASSIFICATION PHYLOGÉNÉTIQUE
- CLASSIFICATION SCIENTIFIQUE DES ESPECES
- CLINOPYROXENE
- CNIDARIA
- CNIDOSPORIDIES
- COLEOCHAETALES
- COLLENCHYME
- COLLOÏDE
- COLLUVION
- CONFÉE
- COPROPHAGE
- COPROPHILE
- CORALLIFORME
- CORDIFORME
- CORDON OMBILICAL
- CORMOPHYTE
- CORTEX
- CORTICALE
- CORYMBIFORME
- CORYNEBACTERIUM
- CORYNÉFORME
- COSMOPOLITE
- COTYLEDON
- CRISTALLOGRAPHIE
- CROISSANCE MONOPODIALE
- CRYOSOL
- CRYPTOGAME
- CRYSTALLOGRAPHIQUE
- CUPULE
- CUTICULE
- CUTINE
- CYANOBACTÉRIE
- CYCADOPHYTA
- CYCLOCYTIQUE
- CYCLOZOONOSE
- CYME
- CYNORHODON
- CYPRINODONTIFORMES
- CYTINELLE
- CYTOCHROME
- CYTOPLASME
- CYTOSOL
- CYTOSQUELETTE
- DECUSSEE
- DI-IODOTYROSINE
- DIACYTIQUE
- DIADELPHE
- DIAGEOTROPISME
- DIAGRAMME FLORAL
- DIAMINOBUTYRATE
- DIAPAUSE
- DICHASIUM
- DICHOTOMIQUE
- DICOTYLEDONE (MAGNOLIOPSIDA)
- DIÉCIE
- DIGOXIGÉNINE
- DIMORPHISME SEXUEL
- DIOÏQUE
- DIONYSOS
- DIPEPTIDE
- DIPLOÏDE
- DISAMARE
- DISTIQUE
- DIURNES
- DIVISION
- DIVISION CELLULAIRE
- DIXÈNE
- DOMAINE – BIOLOGIE
- DOUBLE FÉCONDATION
- DRUPE
- DUALITE ONDE-CORPUSCULE
- DULÇAQUICOLE
- ÉCIE
- ÉCIOSPORES
- ÉCOLOGIE
- ECOSYSTEME
- ECTOPARASITE
- EDAPHIQUE
- EDEAGE
- ELECTROPHORESE
- ELLIPSOÏDE – AIGUILLON (BOTANI
- ELOPHYTE
- ELYTRE
- EMBRANCHEMENT – BIOLOGIE
- ÉNAULOPHYTE
- ENDOSPORE
- ENDOSYMBIOTE OU ENDOSYMBIONTE
- ENKYSTE
- ENKYSTEMENT
- ENSIFERA
- ENTOMOCÉCIDIES
- ENTOMOGAME
- ENTOMOGAMIE
- ENTOMOPHAGE
- ÉPICOTYLE
- ÉPIGENETIQUE
- EPINASTIE
- EPITYPE
- EQUISETIDAE
- EURASIATIQUE
- EURASIATIQUE
- EURASIE
- EURYHALIN
- EUTÉLIE
- EUTROPHE
- EUTROPHILE
- EXINE
- EXONDE
- EXTRÊMOPHILE
- FIBROVASCULAIRE
- FIPRONIL
- FOLIOLE
- FOLIOLULE
- FORAMINIFERA
- FUNDUS
- FUNICLE Nouveau
- FUNICULE
- GAMÉTANGE
- GBIF
- GENOTYPE
- GÉOPHYTE
- GEOTROPISME
- GIBBERELLINE
- GLAUCOPHYTA
- GLOBOGÉRINE
- GLYCOPHYTE
- GUANGUE
- HALIN
- HALOARCULA
- HALOBACTERIUM
- HALOBIONTE
- HALOCOCCUS
- HALOFERAX
- HALOFOBE
- HALOPHILE
- HALOPHYTIQUE
- HALOTOLÉRANT
- HAPANTOTYPE
- HÉLIOZOAIRE
- HÉMIANATROPE
- HÉMICRYPTOPHYTE
- HÉMIZOONOSE
- HEMOCULTURE
- HÉMOLYMPHE
- HÉTÉROLOGUE
- HETEROMETABOLE
- HÉTÉROPHILE
- HÉTÉROSPORIE
- HÉTÉROXYLÉ
- HÊTRAIE
- HILE
- HOLOTHURIE - CONCOMBRE DE MER
- HOLOTYPE
- HOLOZOONOSE
- HOPTÈNE
- HYDATHODE
- HYDROCHORIE
- HYDROGÉOPHYTE
- HYDROHÉMICRYPTOPHYTES
- HYDROLYSE
- HYDROPHYTE
- HYDROTHÉROPHYTE
- HYDROXYLE
- HYMÉNOPHORE
- HYPOCOTYLE
- HYPONYME
- I.T.I.S
- ICONOTYPE
- INDÉHISCENT
- INFÉODÉ
- INFRAHALINE
- INFRAPHYLUM
- INFUSOIRE
- INOCULÉ
- INOCULUM
- INTRASPÉCIFIQUE
- INVOLUCRE
- ISOHALINE
- ISOLECTOTYPE
- ISONEOTYPE
- ISOSPORIE
- ISOTYPE
- IVERMECTINE
- JUVENILE
- LACTOBACILLUS
- LAGOMORPHE
- LECTOTYPE
- LENTIQUE
- LES PLANTES VASCULAIRES
- LÉTHARGIE
- LEUCOCYTE
- LIGNINE
- LITHOLOGIE
- LOI DE L’OSMOMÉTRIE
- LYCOPHYTA
- LYCOPODE
- LYCOPODINEE
- LYCOPODIOPHYTA
- MACRONUCLÉUS
- MACROPHANÉROPHYTE
- MANOBACTÉRIE
- MARAIS SALANT
- MARCHANTIOPHYTA
- MÉAT
- MÉGAPHANÉROPHYTE
- MÉGAPHORBIAIE EUTROPHILE
- MEMBRANE CELLULAIRE
- MÉSOHALINE
- MÉSOPHANÉROPHYTE
- MÉTABOLISME
- MÉTABOLITE SECONDAIRE
- MÉTAZOONOSE
- METHANE
- MICRONUCLÉUS
- MICROPHYLLE
- MICROPHYLUM
- MICROSCLÉROTES
- MIGRATIONS AMPHIBIOTIQUES
- MIXOHALIN
- MONOCHASIUM
- MONOPHIALIDES
- MONOPHYLÉTIQUE
- MONOPODE
- MONYLOPHYTE
- MUCIGEL
- MUCRON Nouveau
- MULTISPORÉS
- MYCÉTOPHAGE
- MYCOCÉCIDIES
- MYOFILAMENT
- NANOPHANÉROPHYTE
- NATRONOCOCCUS
- NECROMASSE
- NÉMATOCÉCIDIES
- NEOTYPE
- NOCARDIA
- NOM VERNACULAIRE
- NOMENCLATURE – BIOLOGIE
- NUMMULITE
- OBOVALE
- OLIGOHALINE
- OLIGONUCLÉOTIDE
- ONOMATOPHORE
- OOGONIUM
- OOPHAGIE
- OOTHEQUE – ŒUF D’INSECTE
- ORTHOGEOPISME
- ORTHOTROPE
- ORTOPTERA
- OVISCAPTE
- PALÉOZOÏQUE
- PARALECTOTYPE
- PARAPHYLÉTIQUE
- PARAPHYMATOCEROS
- PARASITOÏDE
- PARATYPE
- PARENCHYME CORTICAL
- PATHOLOGIE
- PATHOVAR
- PAUCIFORME Nouveau
- PECTINE
- PECTINOLYTIQUE
- PEPTIDOGLYCANE
- PERMAFROST
- PÉTIOLULE
- PHAGOCYTOSE
- PHANÉROPHYTE
- PHENOTYPE
- PHIALIDE
- Phylogénie
- PHYLOGÉOGRAPHIES
- PHYMATOCEROS
- PHYTOFLAGELLE
- PHYTOHORMONE
- PHYTOPATHOGÈNE
- PHYTOPHAGE - HERBIVORE
- PHYTOPLANCTON
- PICNIUM
- PIRIFORME
- PLAGIOTROPE
- PLASMODE
- PLASMODESMOPHYTE
- PLECOPTERA
- PLEIOCHASIUM
- PLÉSIOMORPHE
- PODOSPERME
- POIL RACINAIRE
- POLYCYCLIQUE
- POLYHALINE
- POLYMORPHISME
- POLYMORPHISME GENETIQUE
- POLYPHAGE
- POLYPHENISME
- POLYTYPIQUES
- PRASINOPHYCEAE
- Pratylenchus scribneri
- PRESSION OSMATIQUE
- PROEMBRYON
- PROGNATHISME
- PROLIXE
- PROTHALLE
- PROTOLOGUE
- PSEUDOBULBE
- PTERIDOPHYTA
- PUPE
- PYCNIA
- PYCNIOSPORE
- QUIESCENCE
- QUINOLIZIDINE
- RACÈME
- RADIAIRE
- RADIOLARIA
- RAMIFICATION SYMPODIALE
- RAMIFICATION SYMPODIALE MONOCH
- RANG TAXONOMIQUE
- RAPHÉ
- RÈGNE – BIOLOGIE
- RHIZOFLAGELLÉS
- RHIZOMYCELIUM
- RHODOBIONTA – RHODOPHYTA
- RHYZODERME
- RIBOSOME
- RUDÉRALE
- SACCHAROLYTIQUE
- SALINE
- SAPROZOONOSE
- SAUMÂTRE
- SCATOMOPHAGE
- SCLERENCHYME
- SCLÉROTE
- SÉNESCENCE
- SEPSIE – SEPTICÉMIE
- SEPTENTRIONALE
- SEPTUM
- SESQUITERPÈNE
- SOLIFLUXION
- SOUS – EMBRANCHEMENT
- SPERMATOPHORE
- SPERMATOPHYLAX
- SPERMATOPHYTE
- SPHÉNOPHYTE
- SPINESCENT
- SPIRILLUM
- SPORANGE
- SPORANGIOLES
- SPORANGIOPHORES
- SPORANGIOSPORES
- SPOROPHYTE
- SPOROZOAIRE
- SPORULENT
- STÉNOHALIN
- STERNITE - SCLERITE
- STIMULUS
- STIPULE
- STREPTOMYCES
- STREPTOPHYTA
- SUBCIRCULAIRE Nouveau
- SUBSTRAT
- SUBTROPICALE
- SUPER-FAMILLE
- SUSPENSEUR
- SYMPODE
- SYMPODIAL – SYMPODIQUE
- SYNAPOMORPHIE
- Synapomorphie
- SYNNEMA
- SYNTYPE
- TAUTONYME
- TÉLEUTOSPORES – TÉLIOSPORES
- TERPÉNOÏDE
- THALLOPHYTE
- THÉROPHYTE
- TOMENTEUX
- TOPOTYPE
- TOXINE OEDÉMATOGÈNE
- TRACHÉIDE
- TRACHEOPHYTA
- TREBOUXIOPHYCEAE
- TRICHOBLASTE
- TUBE SEMINIFERE
- TYPE (BIOLOGIE)
- ULTRAHALINE
- ULTRAMICROBACTÉRIE
- UNCIFORME
- XEROPHYTE
- ZOOANTHROPONOSE
- ZOOFLAGELLÉ
- ZOONOSE
- CLASSE DES BACTERIES 2
- CLASSIFICATION PHYLOGENETIQUE 1
- DEFINITIONS, CLASSIFICATION ET NOMENCLATURE DES BACTERIES 1
- DIVISON DU REGNE DES BACTERIES 1
- EUBACTERIA (CLASSIFICATION PHYLOGÉNÉTIQUE) 1
- FAMILLES DES BACTERIES 2
- GENRE DES BACTERIES 1
- GROUPE DE BACTERIES 1
-
NOMENCLATURE DES BACTERIES
105
- Acetobacter
- Acetobacter aceti
- Acetobacter cerevisiae
- Acetobacter cibinongensis
- Acetobacter Diazotrophicus
- Acetobacter estuniensis
- Acetobacter fabarum
- Acetobacter farinalis
- Acetobacter ghanensis
- Acetobacter indonesiensis
- Acetobacter lambici
- Acetobacter lovaniensis
- Acetobacter malorum
- Acetobacter nitrogenifigens
- Acetobacter oeni
- Acetobacter okinawensis
- Acetobacter orientalis
- Acetobacter orleanensis
- Acetobacter papayae
- Acetobacter pasteurianus
- Acetobacter peroxydans
- Acetobacter persici
- Acetobacter polyoxogenes
- Acetobacter pomorum
- Acetobacter senegalensis
- Acetobacter sicerae
- Acetobacter subgen
- Acetobacter syzygii
- Acetobacter thailandicus
- Acetobacter tropicalis
- Acinetobacter calcoaceticus
- Actinomyces
- Agrobacterium
- Bacillus alcalophilus
- Bacillus anthracis
- Bacillus cereus
- Bacillus circulans
- Bacillus megaterium
- Bacillus mycoides
- Bacillus pseudomycoides
- Bacillus sp.
- Bacillus sphaericus
- Bacillus thuringiensis
- Bacillus thuringiensis kurstaki
- Bacillus weihenstephanensis
- Bactéries à gram positif
- Bactéries foliaires
- Candidatus
- Clavibacter michiganensis
- Clavibacter michiganensis subs
- Dickeya Solani
- Gluconacetobacter entanii
- Gluconacetobacter europaeus
- Gluconacetobacter hansenii
- Gluconacetobacter intermedius
- Gluconacetobacter johannae
- Gluconacetobacter liquefaciens
- Gluconacetobacter oboediens
- Gluconacetobacter xylinus
- Gluconobacter
- Gluconobacter albidus
- Gluconobacter asaii
- Gluconobacter cerevisiae
- Gluconobacter cerinus
- Gluconobacter frateurii
- Gluconobacter japonicus
- Gluconobacter kanchanaburiensi
- Gluconobacter kondonii
- Gluconobacter morbifer
- Gluconobacter oxydans
- Gluconobacter thailandicus
- Lactobacillus brevis
- Lactobacillus buchneri
- Lactobacillus casei
- Lactobacillus curvatus
- Lactobacillus delbrueckii
- Lactobacillus diolivorans
- Lactobacillus fermentum
- Lactobacillus fructivorans
- Lactobacillus jensenii
- Lactobacillus kunkeei
- Lactobacillus leichmannii
- Lactobacillus mali
- Lactobacillus nagelii
- Lactobacillus paracasei
- Lactobacillus plantarum
- Lactobacillus vini
- Lysinibacillus sphaericus
- Oenococcus oeni
- Pectobacterium carotovorum
- Pediococcus damnosus
- Pseudomonas fluorescens
- Ralstonia solanacearum
- Streptobacillus moniliformis
- Streptomyces
- Streptomyces acidiscabies
- Streptomyces europaeiscabiei
- Streptomyces ipomoeae
- Streptomyces luridiscabiei
- Streptomyces niveiscabiei
- Streptomyces puniciscabiei
- Streptomyces reticuliscabiei
- Streptomyces scabies
- Streptomyces stelliscabiei
- Streptomyces turgescabies
- ORDRE DES BACTERIES 0
-
LES BOTANISTES
85
- Acharius Erik
- Acuna Galé Julian Baldomero
- Adam Johannes Michael Friedrich
- Adamson Michel
- Adamson Robert Stephen
- Afzelius Adam
- Agardh Carl Adolph
- Agardh Jacob Georg
- Ager Nicolas
- Agosti Giuseppe
- Airy Shaw Herbert Kenneth
- Aitchison James Edward Tierney
- Aiton William
- AitonWilliam Townsend
- Ake Assi Laurent
- Al-Baitar Abu Muhammad
- Albertini Johannes Baptista Von
- Albow Nikolai Michailowitsch
- Alderwerelt Van Rosenburgh Cornelis Rugier Willem Karen Van
- Aldrovandi Ulisse
- Alexandre Paul
- Allamand Frédéric-Louis
- Allard Gaston
- Allemão Francisco Freire
- Allemend Jules
- Allioni Carlo
- Allorge Pierre
- Alpini Prospero
- Alston Arthur Hugh Garfit
- Alston Charles
- Alzate Jose Antonio
- Ambrosini Bartolomeo
- Amman Johann
- Amoreux Pierre-Joseph
- Anaxagore
- Anaximandre
- Anderson Edgar Shannon
- Anderson James
- Andrews Henry Charles
- Andrews Henry Nathaniel
- Anguillara Luigi
- Antoine Franz
- Arber Agnes
- Arduino Pietro
- Arechavaleta Y Balpardo
- Arenes Jean
- Armen Takhtajan
- Arnold Chester Arthur
- Berkeley Miles Joseph
- Blume Carl Ludwig
- Brongniart Adolphe Théodore
- Brongniart Alexandre
- Cooke Mordecai Cubitt
- Delastre Charles Jean Louis
- Dumortier Barthélemy Charles J
- Empédocle
- Engler Adolf
- Fuckel Karl Wilhelm Gottlieb L
- Gilg Ernst Friedrich
- Harms Hermann
- Jacquin Nikolaus Joseph von
- Johannsen Ludvig Wilhelm
- Johansson Carl Johan
- Jussieu Adrien
- Jussieu Antoine
- Jussieu Antoine-Laurent
- Jussieu Bernard
- Jussieu Joseph
- Leighton William Alport
- Linné Carl Von
- Lintchevski Igor Alexandrovitc
- Martynov Ivan
- Meyer Ernst Heinrich Friedrich
- Meyer Georg Friedrich Wilhelm
- Nakai Takenoshin
- Phillips William
- Plowright Charles Bagge
- Ravenel Henry William
- Taphrina athyrii
- Tulasne Charles
- Tulasne Edmond
- Vest Loreng Chysanth Von
- Voigt Friedrich Siegmund
- Voigt Joachim Johann Otto
- Werdermann Erich
- LISTE DES BOTANISTES 1
- LES ORDRES DES INSECTES 1
- LES SUPER-ORDRES DES INSECTES 1
-
LES FAMILLES DES INSECTES
81
- Acrididae
- Aderidae
- Alexiidae
- Alleculidae
- Anobiidae
- Anthicidae
- Anthribidae
- Apionidae
- Aspidiphoridae
- Biphyllidae
- Bostrichidae
- Bruchidae
- Bruchinae
- Buprestidae
- Byrrhidae
- Cantharidae
- Carabidae
- Cerambycidae (Capricornes, Longicornes)
- Cholevinae
- Chrysomelidae
- Cicadidae
- Ciidae
- Clambidae
- Cleridae
- Coccinellidae
- Colydiidae
- Cryptophagidae
- Curculionidae
- Dermestidae
- Derodontidae
- Dytiscidae
- Elateridae
- Elmidae
- Erebidae
- Eucnemidae
- Gracillariidae
- Heterodera medicaginis
- Histeridae
- Hydraenidae
- Hydrophilidae
- Kateretidae
- Laemophloeidae
- Languriidae
- Latridiidae
- Leiodidae
- Limnichidae
- Lycidae
- Lyctidae
- Malachiinae – Malachiidae
- Melandryidae
- Meloidae
- Melyridae
- Monotomidae
- Mordellidae
- Nicrophorinae
- Nitidulidae
- Noctuidae
- Oedemeridae
- Phalacridae
- Phloiophilidae
- Pselaphidae
- Ptiliidae
- Rhynchitidae
- Scarabaeidae
- Scirtidae
- Scolytidae
- Scraptiidae
- Scydmaenidae
- Silphidae
- Silphinae
- Silvanidae
- Sphindidae
- Sphingidae
- Staphylinidae
- Staphylinoidea
- Tenebrionidae
- Throscidae
- Tortricidae
- Trogossitidae
- Urodidae
- Urodontinae
-
LES SOUS-FAMILLES DES INSECTES
50
- Anthicinae
- Anthiinae (Carabidae)
- Anthribinae
- Brachininae
- Buprestinae
- Caelifera
- Calliptaminae
- Carabinae
- Catantopinae
- Chalcophorinae
- Choraginae
- Chrysobothrinae
- Chrysochroinae
- Copiocerinae
- Coptacrinae
- Cyrtacanthacridinae
- Egnatiinae
- Elaphrinae
- Eremogryllinae
- Eucradinae
- Euryphyminae
- Eyprepocnemidinae
- Galbellinae
- Gomphocerinae
- Habrocneminae
- Harpalinae
- Hemiacridinae
- Julodinae
- Lepturinae
- Lepturini
- Leptysminae
- Marellia remipes
- Melanoplinae
- Nebriinae
- Oedipodinae
- Ommatolampinae
- Oxyinae
- Pauliniinae
- Paussinae
- Platyninae
- Polycestinae
- Proctolabinae
- Psydrinae
- Pterostichinae
- Ptininae
- Rhytidochrotinae
- Spathosterninae
- Teratodinae
- Tropidopolinae
- Urodontinae
- LES SOUS-ORDRES DES INSECTES 1
- LES SUPER-ORDRES DES INSECTES 0
- LA CLASSIFICATION DES INSECTES 4
-
NOMENCLATURE DES INSECTES
382
- Aaata
- Abacetus
- Abax
- Abax parallelepipedus
- Abia candens
- Abia sericea
- Abraxas grossulariata
- Abrostola tripartita
- Acalitus phloecoptes (Acarien des bourgeons du prunier)
- Acanthaclisis baetica (Fourmilions)
- Acanthaclisis occitanica
- Acanthocinus aedilis (Acanthocine charpentier)
- Acanthocinus griseus
- Acantholyda erythrocephala
- Acanthoscelides obtectus (Bruche du haricot)
- Acanthosoma haemorrhoidale
- Acaromimus
- Acaromimus americanus
- Acherontia atropos (Sphinx tête de mort)
- Acheta domesticus (Grillon domestique)
- Acilius sulcatus
- Acleris
- Aclypea opaca - Blitophaga opaca- Silpha opaca (Silphe de la betterave)
- Acrida
- Acrida ungarica
- Acrocera orbicula
- Acrolepiopsis assectella (La teigne du poireau)
- Acronicta leporina
- Acrotylus insubricus
- Aculops lycopersici - Vasates lycopersici - Vasates destructor (agent de l'acariose bronzé de la tomate)
- Aculus schlechtendali - Arachnida - Acari - Eriophyidae (Phytopte libre du pommier)
- Acyrthosiphon pisum - Macrosiphum - Acyrthosiphon onobrychis (Puceron vert ou rose du pois)
- Aderus
- Adoxophyes orana - Capua réticulana (Tordeuse capua de la pelure)
- Aedes albopictus - Stegomyia albopicta - Moustique-tigre
- Aglaope infausta (Zygène de l'amandier)
- Agonum
- Agrilus
- Agriotes lineatus (Taupin)
- Agromyza (Mouches mineuses)
- Agrotis ipsilon - Agrotis ypsilon - Lycophotia ipsilon - Scotia ipsilon (Noctuelle ipsilon)
- Agrotis segetum - Scotia segetum - Feltia segetum (Noctuelle des moissons)
- Aleochara bilineata
- Aleurobus olivinus Silvestri (Aleurode noir de l'olivier)
- Aleurothrixus floccosus (Aleurode floconneux des citrus)
- Althaesia
- Amara
- Amara aenea
- Amara aulica
- Amara familiaris
- Anarsia lineatella (Petite mineuse du pêcher
- Anobium
- Anobium punctatum - Vrillette domestique
- Anobocaelus
- Antheraea pernyi - Ver à soie Tussah
- Antheraea yamamai - Saturnie du chêne du Japon
- Anthia mannerheimi
- Anthia wayheimi
- Anthonomus grandis (Charançon du cotonnier)
- Anthonomus pomorum (Anthonome du pommier)
- Anthonomus pyri (Anthonome du pommier)
- Anthonomus rubi (Anthonome du fraisier et du framboisier)
- Aonidiella aurantii - Aspidiotus aurantii (Pou de Californie)
- Aphaerata pallipes
- Aphanostigma piri (Phylloxéra du poirier)
- Aphelanchoïde ritzemabosi (L'anguillule ou nématode du chrysanthème)
- Aphelanchoïdes
- Aphelenchoides fragariae - Aphelanchoides olesistus - Aphelanchus fragariae - Aphelanchus olesistus (Anguillule du fraisier et des fougères)
- Aphis craccivora - Aphis laburni - Aphis medicaginis (Puceron noir de la luzerne)
- Aphis fabae Scopoli - Doralis fabae (puceron noir de la fève)
- Aphis forbesi Weed - Cerosipha forbesi (Puceron vert du fraisier, Puceron des racines du fraisier)
- Aphis gossypii Glover - Cerosipha gossypii (Puceron du cotonnier, Puceron du melon)
- Aphis grossulariae Kaltenbach - Aphidula grossulariae (Puceron vert du groseillier épineux)
- Aphis nasturtii Kaltenbach - Aphidula rhamni (Puceron du nerprun)
- Aphis pomi - Aphis mali - Aphidula pomi - Doralis pomi (Puceron vert non migrant du pommier)
- Aphis schneideri (Groseille à maquereau - puceron du saule)
- Aphis spiraecola Pagenstecher - Aphis citricola (Puceron vert des citrus, Puceron des spirées)
- Apion
- Apion carduorum - Ceratapion carduorum (Apion de l'artichaut)
- Apion pisi (Apion des bourgeons du pois, Apion du pois)
- Apion trifolii - Apion aestivum Germar (Petit Apion du trèfle)
- Aptinoderus
- Aptinoderus cyaneus
- Aptinoderus cyanipennis
- Aptinoderus funebris
- Aptinoderus umvotianus
- Aptinus
- Aptinus acutangulus
- Aptinus bombarda - Scarabée bombarde noir
- Aptinus cordicollis
- Aptinus creticus
- Aptinus hovorkai
- Aptinus lugubris
- Aptinus merditanus
- Araecerus
- Araecerus constans
- Araecerus cumingi
- Araecerus fasciculatus - coffea
- Araecerus levipennis
- Araecerus varians
- Araecerus vieillardi
- Archips podana – Cacoecia podana (Tordeuse des fruits)
- Archips rosana - Cacoecia rosana - Choristoneura rosanaceana (Tordeuse des buissons)
- Argyrotaenia ljungiana -Argyrotaenia pulchellana - Eulia pulchellana (Petite tordeuse de la grappe)
- Ariotus
- Ariotus luteolus
- Ariotus quercicola
- Ariotus subtropicus
- Aspidiotus nerii Bouché (Cochenille du laurier-rose)
- Athalia rosae - Athalia colibri (Tenthrède de la rave)
- Atomaria linearis (Atomaire de la betterave)
- Aulacorthum solani -Dysaulacorthum vincae (Puceron strié de la digitale et de la pomme de terre, Puceron à taches vertes de la pomme de terre)
- Autographa gamma - Phytometra gamma - Plusia gamma (Noctuelle gamma)
- Bemisia tabaci (Aleurode du tabac)
- Blaberus
- Blaberus craniifer
- Blaberus discoidalis
- Blaberus giganteus
- Blaniulus guttulatus (Blaniule mouchetée)
- Brachinulus
- Brachinus
- Brachinus adustipennis
- Brachinus albarracinus
- Brachinus alexandri
- Brachinus alexiguus
- Brachinus alexiguus
- Brachinus alternans
- Brachinus americanus
- Brachinus andalusiacus
- Brachinus angustatus
- Brachinus baeticus
- Brachinus bellicosus
- Brachinus berytensis
- Brachinus cibolensis
- Brachinus costipennis
- Brachinus crepitans
- Brachinus cyanipennis
- Brachinus cyanochroaticus
- Brachinus efflans
- Brachinus ejaculans
- Brachinus elegans
- Brachinus elongatulus
- Brachinus favicollis
- Brachinus fulminatus
- Brachinus fumans
- Brachinus geniculatus
- Brachinus hirsutus
- Brachinus imporcitis
- Brachinus italicus
- Brachinus janthinipennis
- Brachinus lareralis
- Brachinus medius
- Brachinus mexicanus
- Brachinus nigricornis
- Brachinus olgae
- Brachinus pateri
- Brachinus patruelis
- Brachinus pecoudi
- Brachinus pectoralis
- Brachinus phaeocerus
- Brachinus plagiatus
- Brachinus psophia
- Brachinus quadripennis
- Brachinus rugipennis
- Brachinus testaceus
- Brachinus texanus
- Brachinus turkestanicus
- Brachinus vulcanoides
- Brachycaudus cardui - Brachycaudus lateralis - Anuraphis cardui (Puceron de l'artichaut)
- Brachycaudus helichrysi - Anuraphis helichrysi (Puceron vert du prunier)
- Brachycaudus persicae - Brachycaudus persicaecola (Puceron noir du pêcher)
- Brachycaudus prunicola - Appelia prunicola (Puceron brun du pêcher, Puceron brun du prunier)
- Brachycorynella asparagi - Brachycolus asparagi (Puceron de l'asperge)
- Brachynillus
- Brevicoryne brassicae (Puceron cendré du chou)
- Bruchus pisorum (Bruche du pois)
- Bruchus rufimanus (Bruche de la fève)
- Bruchus signaticornis - Bruchus pallidicornis (Bruche des lentilles)
- Byrrhus pilula
- Byturus urbanus - Byturus tomentosus (Ver des framboises)
- Cacopsylla pyri - Psylla pyri (Psylle commun du poirier)
- Calepitrimerus vitis - Phyllocoptes vitis - Epitrimerus vitis (Phytopte de l'acariose de la vigne)
- Calleida punctata
- Calliptamus italicus
- Calomera littoralis
- Calosoma
- Calosoma sycophanta
- Cameraria ohridella - Mineuse du marronnier
- Cantharis
- Cantharis cryptica
- Cantharis fusca
- Capitophorus horni (Puceron vert de l'artichaut)
- Capnodis tenebrionis (Capnode)
- Carabus auratus - Carabe doré
- Cecidophyopsis ribis (Westwood) - Cecidophyes ribis, Eriophyes ribis, Phytoptus ribis (Phytopte du cassissier)
- Cecidophyopsis ribis - Cecidophyes ribis, Eriophyes ribis, Phytoptus ribis (Phytopte du cassissier)
- Ceratitis capitata (Wiedemann) – (Cératite, Mouche méditerranéenne des fruits)
- Ceroplastes rusci (Charançon des siliques de colza)
- Ceuthorhynchus assimilis – (Charançon des siliques de colza)
- Choragus
- Choragus exophthalmus
- Choragus harrisi
- Choragus major
- Choragus sayi
- Choragus striolatus
- Choragus zimmermanni
- Cicindela campestris
- Cicindela chinensis
- Cicindela hybrida
- Cicindela sexguttata - cincindele a six points
- Coccoidea
- Coenosia tigrina
- Colilodion schulzi
- Coraebus
- Crepidogaster
- Crepidogastrillus
- Crepidogastrinus
- Crepidolomus
- Crepidonellus
- Cryptomyzus ribis -Myzus ribis - Capitophorus ribis - Rhopalosiphum ribis (Puceron jaune du groseillier)
- Cteniopus
- Cteniopus sulphureus
- Cychrus
- Cychrus caraboides
- Cydalima perspectalis (Pyrale du buis)
- Cylindera minuta
- Dacnusa gracilis
- Delia antiqua - Phorbia antiqu
- Diphyus
- Ditylenchus dipsaci (Nématode des tiges et des bulbes)
- Epitrix cucumeris
- Ernobius
- Euderopus
- Euxenus
- Euxenus ater
- Euxenus punctatus
- Gomphocerus sibricus
- Gonicoélus
- Habroloma
- Harpalinae
- Harpalus
- Harpalus affinis
- Heliotaurus
- Heterodera avenae (Nématode des céréales)
- Heterodera carotae
- Heterodera ciceri
- Heterodera cruciferae
- Heterodera fici (Nématode à kyste)
- Heterodera glycines
- Heterodera goettingiana
- Heterodera medicaginis
- Heterodera oryzae
- heterodera rostochiensis
- Heterodera sacchari
- Heterodera schachtii
- Heterodera tabacum
- Heterodera trifolii
- Heterodia rostochiensis
- Hiperantha testacea
- Holometabola
- Homotrysis
- Ichneumon
- Ichneumon extenseur
- Ichneumon wasps (guêpes d’ichneumon)
- Ichneumon xanthorius
- Ichneumonoidea
- Julodis
- Lasioderma
- Lebia
- Lebia cruxminor
- Leptinotarsa decemlineata – Doryphore
- Leptoglossus occidentalis (Punaise du pin)
- Lomaspilis marginata (La marginée ou bordure entrecoupée)
- Loricera
- Loxotropa
- Lymantrichneumon disparis
- Marellia remipes
- Mastax
- Mastax albonotata
- Mastax alternans
- Mastax annulata
- Mastax brittoni
- Mastax burgeoni
- Mastax Carissima
- Mastax confusa
- Mastax congoensis
- Mastax elegantula
- Mastax en Floride
- Mastax euanthes
- Mastax extrema
- Mastax Formosana
- Mastax forteculpta
- Mastax fulvonotata
- Mastax gestroi
- Mastax Hargreavesi
- Mastax histrio
- Mastax Humilis
- Mastax Kivuensis
- Mastax Klapperichi
- Mastax Kulti
- Mastax laeviceps
- Mastax latefasciata
- Mastax liebkei
- Mastax louwerensi
- Mastax Moesta
- Mastax nana
- Mastax nepalensis
- Mastax okavango
- Mastax ornata
- Mastax ornatella
- Mastax pakistana
- Mastax parreyssi
- Mastax philippina
- Mastax poecila
- Mastax pulchella
- Mastax pygmaea
- Mastax Raffrayi
- Mastax Rawalpindi
- Mastax royi
- Mastax rugiceps
- Mastax saganicola
- Mastax senegalensis
- Mastax striaticeps
- Mastax subornatella
- Mastax sudanica
- Mastax tessmanni
- Mastax Thermarum
- Mastax tratorius
- Mastax vegeta
- Mecyclothorax
- Megacephala carolina
- Melanaphis pyrarius - Geoktapia pyrarius - Aphis pyrastri Boisduval - Melanaphis pyraria (Puceron brun du poirier)
- Meloidogyne (Nématode à galles des racines)
- Meloidogyne hapla
- Meloidogyne incognita
- Mengea tertiaria
- Nasonovia ribisnigri - Aphis lactucae (Puceron de la laitue)
- Nebria
- Nebriinae
- Notiophilus
- Notiophilus biguttatus
- Notiophilus palustris
- Notiophilus rufipes
- Odacantha
- Odacantha melanura
- Otiorhynchus cribricollis Gyllenhall - Arammichnus cribricollis - Otiorhynchus terrestris Marseul (Otiorhynque de l'olivier)
- Oxymirus cursor
- Perapion
- Pheropsophus
- Pheropsophus aequinoctialis
- Pheropsophus africanus
- Pheropsophus jessoensis
- Philophylla heraclei (Acidia heraclei) (Mouche du céleri)
- Phytomyza gymnostoma
- Plecoptera
- Pratylenchus
- Pseudaulacaspis pentagona Targioni -Aulacaspis pentagona - Diaspis pentagona (Cochenille du mûrier)
- Psila rosae
- Ptinomorphus
- Ptinus
- Quadraspidiotus perniciosus - Aspidiotus perniciosus - Diaspidiotus perniciosus (Pou de San-José)
- Rhagium inquisitor
- Rhopalapion longirostre - Apion des roses trémières
- Rosalia alpina (Rosalie des Alpes)
- Samia cynthia - Bombyx de l'ailante
- Scatophaga stercoraria
- Sitobion avenae - Aphis avenae - Macrosiphum - Siphonophora cerealis (Puceron des épis de céréales)
- Stegobium paniceum - Vrillette du pain, Vrillette boulangère, Stégobie des pharmacies
- Stenocorus meridianus
- Sternocera
- Strepsiptera
- Stylopidae
- Styphlodrome
- Styphlomerus
- Symphyta (Mouche à scie)
- Synanthedon tipuliformis - Aegeria tipuliformis - Conopia tipuliformis (Sésie du groseillier)
- Tetranychus mcdanieli (Tétranyque de McDaniel)
- Therates – les taux
- Triozocera mexicana
- Urodontus
- Urodontus rotundicollis
- Vespa velutina (Frelon asiatique)
- INTRODUCTION 1
- LES SOUS-ESPECES DES INSECTES 1
- LES TRIBUS DES INSECTES 3
- LES SOUS-CLASSES 2
- LES CLASSES 1
- LES ORDRES DES INSECTES 0
- LES INSECTES
LES ANIMAUX NUISIBLES AUX PLANTES ORNEMENTALES
- GÉNÉRALITÉS SUR LES NÉMATODES 1
-
LES NEMATODES
36
- Anguina tritici
- Aphelanchoides fragariae
- Aphelenchoïdes ritzema-bosi
- Criconema mutabile – Nematoda
- Ditylenchus destructor
- Ditylenchus dipsaci – le némat
- Ditylenchus myceliophagus
- Dorylaimida
- Globodera
- Globodera pallida
- Heterodera arenaria
- Heterodera avenae
- Heterodera cacti
- Heterodera carotae
- Heterodera cruciferae
- Heterodera fici – Les nématode
- Heterodera goettingiana
- Heterodera sacchari
- Longidorus
- Meloïdogyne hapla – Les némato
- Meloïdogyne incognita
- Meloïdogyne javanica
- Paratylenchus hamatus - némato
- Paratylenchus – Les nématodes
- Pratylenchus convallariae
- Pratylenchus penetrans – Les n
- Pratylenchus pratensis
- Pratylenchus scribneri
- Pratylenchus vulnus -
- Radopholus similis
- Rotylenchulus reniformis
- Trichodorus
- Tylenchida
- Tylenchulus semipenetrans
- Xiphinema
- Xiphinema index
-
NOMENCLATURE DES MALADIES CRYPTOGAMIQUE
265
- Acremonium strictum
- Aecidium cantensis
- Aecidium foeniculi
- Alternaria
- Alternaria alternata
- Alternaria brassicae
- Alternaria brassicicola
- Alternaria carthami
- Alternaria chrysanthemi
- Alternaria cichorii
- Alternaria citri
- Alternaria dauci
- Alternaria helianthi
- Alternaria macrospora
- Alternaria mali
- Alternaria passiflorae
- Alternaria porri
- Alternaria radicina
- Alternaria ricini
- Alternaria solani
- Alternaria tomato
- Alternaria tomatophila
- Alternaria triticina
- Alternariose
- Alternariose (2)
- Anthracnose
- Apiospora montagnei
- Ascochyta graminea
- Ascochyta hordei
- Ascochyta sorghi
- Ascochyta tritici
- Asparagine Ascochyta
- Asperges Cercospora
- Aspergillus flavus
- Aspergillus glaucus
- Aspergillus niger
- Athelia arachnoidea
- Athelia rolfsii
- Blumeria graminis
- Botryotinia fuckeliana
- Botrytis
- Botrytis cinerea (Pourriture g
- Cephalosporium gramineum
- Ceratobasidium cereale
- Ceratobasidium cornigerum
- Cercospora carotae
- Cercospora longissima (Cercosp
- Cercospora solani
- Chancre
- Choanephora cucurbitarum
- Cladosporiose
- Claviceps purpurea
- Clonostachys rosea f. rosea
- Cochliobolus lunatus
- Cochliobolus sativus
- Cochliobolus tuberculatus
- Colletotrichum
- Colletotrichum acutatum
- Colletotrichum circinans
- Colletotrichum coccodes (Pourr
- Colletotrichum dematiumf. spin
- Colletotrichum gloeosporioides
- Colletotrichum graminicola
- Colletotrichum kahawae
- Colletotrichum musae
- Colletotrichum trifolii
- Cunninghamella
- Cunninghamella binarieae
- Curvularia inaequalis
- Curvularia pallescens
- Curvularia senegalensis
- Cylindrocarpon radicicola
- Diaporthe arctii
- Drechslera teres f. maculata
- Drechslera wirreganensis
- Elsinoe ampelina
- Elsinoë australis
- Elsinoë batatas
- Elsinoë veneta
- Entomosporiose
- Erysiphe betae
- Erysiphe cichoracearum
- Erysiphe heraclei
- Esca
- Eutypa lata
- Eutypa leptoplaca
- Eutypiose
- Fusariose
- Fusarium
- Fusarium culmorum
- Fusarium oxysporum
- Fusarium proliferatum
- Fusarium redolens
- Fusarium solani
- Fusarium verticillioides
- Gaeumannomyces graminis var. t
- Geotrichum candidum
- Gibberella acuminata
- Gibberella avenacea
- Gibberella fujikuroi
- Gibberella pulicaris
- Gibberella zeae
- Globisporangium sylvaticum
- Gloeosporium orbiculare - Ant
- Glomerella acutata
- Glomerella cingulata
- Glomerella graminicola
- Glomerella lagenarium
- Glomerella tucumanensis
- Hansfordia pulvinata
- Helicobasidium purpureum
- Helminthosporium solani
- Hyaloperonospora parasitica
- Hymenoscyphus fraxineus
- Kabatiella caulivora
- Khuskia oryzae
- Laetisaria fuciformis
- Lasiodiplodia theobromae
- Leptosphaeria libanotis
- Macrophomina phaseolina
- Marasmiellus
- Marssonina
- Microdochium panattonianum
- Monographella nivalis var. niv
- Mycocentrospora acerina
- Mycovellosiella concors
- Myrothecium roridum (Taches su
- Nectria cinnabarina
- Neofabraea alba - Gloeosporios
- Olpidium brassicae
- Passalora fulva
- Penicillium aurantiogriseum
- Penicillium expansum
- Peronosclerospora philippinens
- Peronosclerospora sacchari
- Peronosclerospora sorghi
- Phaeosphaeria avenaria f.sp. t
- Phaeosphaeria nodorum
- Phoma exigua var. exigua
- Phoma exigua var. foveata
- Phomopsis asparagi
- Phomopsis asparagicola
- Phomopsis javanica
- Phymatotrichopsis omnivora
- Physoderma maydis
- Phytophthora
- Phytophthora cactorum
- Phytophthora cryptogea
- Phytophthora drechsleri
- Phytophthora erythroseptica
- Phytophthora infestans
- Phytophthora megasperma
- Phytophthora nicotianae
- Plasmopara nivea
- Plasmopara viticola
- Pleospora herbarum
- Pleosporaceae
- Polyscytalum pustulans
- Pseudocochliobolus eragrostidi
- Pseudoseptoria donacis
- Puccinia asparagi
- Puccinia coronata
- Puccinia graminis
- Puccinia hordei
- Puccinia pittieriana
- Puccinia striiformis f. sp. Ho
- Pyrenophora graminea
- Pyrenophora teres
- Pyrenophora tritici-repentis
- Pythium
- Pythium aphanidermatum
- Pythium arhénomanes
- Pythium debaryanum
- Pythium deliense
- Pythium graminicola
- Pythium irregulare
- Pythium iwayamae
- Pythium paddicum
- Pythium paroecandrum
- Pythium sulcatum
- Pythium tardicrescens
- Pythium ultimum var. ultimum
- Pythium violae
- Ramularia
- Rhizoctonia
- Rhizoctonia solani
- Rhizopus arrhizus
- Rhizopus stolonifer
- Rhynchosporium secalis
- Rhytisma acerinum
- Rosellinia
- Rouilles autoïques et hétéroïq
- Sclerophthora macrospora
- Sclerophthora raysiae
- Sclerospora graminicola
- Sclerotinia borealis
- Sclerotinia minor
- Sclerotinia sclerotiorum
- Septoria lactucae (Septoriose)
- Septoria malagutii
- Septoria passerinii
- Siphomycete
- Sordaria macrospora
- Sphaceloma arachidis
- Sphaceloma perseae
- Sphacelothera rerliana
- Spongospora subterranea
- Stagonospora avenae f.sp. trit
- Stegophora ulmea
- Stemphyllium botryosum f. lact
- Stigmina carpophila - Criblure
- Synchytrium endobioticum
- Tapesia yallundae
- Taphrina acericola
- Taphrina acerina
- Taphrina aceris
- Taphrina aesculi
- Taphrina alni - Cloque des cha
- Taphrina amelanchieris
- Taphrina americana
- Taphrina amplians
- Taphrina andina
- Taphrina athyrii
- Taphrina blechni
- Taphrina bullata
- Taphrina caerulescens - Cloque
- Taphrina carpini
- Taphrina crataegi
- Taphrina deformans - Cloque du
- Taphrina epiphylla
- Taphrina osmundae
- Taphrina populina
- Taphrina potentillae
- Taphrina pruni
- Taphrina pseudoplatani
- Taphrina sadebeckii - Petite c
- Taphrina Sorbi
- Taphrina tosquinetii - Grande
- Taphrina ulmi
- Taphrina vestergrenii
- Thecaphora solani
- Thielaviopsis basicola
- Tilletia controversa
- Trichothecium roseum
- Typhula
- Typhula idahoensis
- Typhula incarnata
- Typhula ishikariensis
- Typhula variabilis
- Ulocladium atrum
- Ulocladium chartarum
- Uromyces graminis
- Uromyces lineolatus subsp. Nea
- Ustilago avenae
- Ustilago hordei
- Ustilago maydis
- Ustilago nigra
- Ustilago nuda
- Ustilago tritici
- Vasates quadripedes
- Verticilliose
- Verticillium albo-atrum
- Verticillium dahliae
- Vesicarium Stemphylium
- Zopfia rhizophila
- INTRODUCTION SUR LES MALADIES CRYPTOGAMIQUE 2
-
NOMENCLATURE DES ARBRES
463
- Abarema
- Abarema abbotii
- Abarema abeywickramae
- Abarema acreana
- Abarema adenophora
- Abarema adenophorum
- Abarema agropecuaria
- Abarema alexandri
- Abarema angulata
- Abarema arborescens
- Abarema aspleniifolia
- Abarema auriculata
- Abarema barbouriana
- Abarema bauchei
- Abarema bigemina
- Abarema borneensis
- Abarema brachystachya
- Abarema callejasii
- Abarema campestris
- Abarema celebica
- Abarema centiflora
- Abarema claviflora
- Abarema clypearia
- Abarema cochleata
- Abarema cochliocarpos
- Abarema commutata
- Abarema contorta
- Abarema cordifolia
- Abarema crateradena
- Abarema cuneadena
- Abarema curvicarpa
- Abarema cyclosperma
- Abarema dalatensis
- Abarema dodonaeifolia
- Abarema dolichadena
- Abarema elliptica
- Abarema ferruginea
- Abarema filamentosa
- Abarema floribunda
- Abarema fournieri
- Abarema gallorum
- Abarema ganymedea
- Abarema glauca
- Abarema globosa
- Abarema glomeriflora
- Abarema gracillima
- Abarema grandiflora
- Abarema harmsii
- Abarema hendersonii
- Abarema idiopoda
- Abarema josephi
- Abarema jupunba
- Abarema kalkmanii
- Abarema Kerrii
- Abarema Kiahii
- Abarema killipii
- Abarema kinabaluensis
- Abarema kuenstleri
- Abarema laeta
- Abarema langsdorffii
- Abarema laxiflora
- Abarema lehmannii
- Abarema leucophylla
- Abarema levelii
- Abarema limae
- Abarema longipedunculata
- Abarema lovellae
- Abarema lucida
- Abarema macradenia
- Abarema maestrensis
- Abarema malinoensis
- Abarema mataybifolia
- Abarema microcalyx
- Abarema microcarpa
- Abarema mindanaensis
- Abarema monadelpha
- Abarema moniliformis
- Abarema motleyana
- Abarema muellerana
- Abarema multiflora
- Abarema multifoliolata
- Abarema muricarpa
- Abarema nediana
- Abarema nipensis
- Abarema novo-guineensis
- Abarema obovalis
- Abarema obovata
- Abarema occultata
- Abarema opposita
- Abarema oppositifolia
- Abarema oxyphyllidia
- Abarema pahangensis
- Abarema pauciflora
- Abarema pellita
- Abarema piresii
- Abarema poilanei
- Abarema quocensis
- Abarema racemiflora
- Abarema racemosa
- Abarema ricoae
- Abarema robinsonii
- Abarema sapindoides
- Abarema scutifera
- Abarema sessiliflora
- Abarema subcoriacea
- Abarema sumbawaensis
- Abarema syringifolia
- Abarema teijsmannii
- Abarema tetraphylla
- Abarema tjendana
- Abarema trapezifolia
- Abarema trichophylla
- Abarema triplinervia
- Abarema turbinata
- Abarema utile
- Abarema utilis
- Abarema villifera
- Abarema villosa
- Abarema waitzii
- Abarema yunnanensis
- Abarema zollerana
- Abies alba (Sapin blanc, sapin pectiné, sapin commun)
- Abies alba « Columnaris »
- Abies alba « Compacta »
- Abies alba « Fastigiata »
- Abies alba « Globosa »
- Abies alba « King’s Dwarf »
- Abies alba « Microphylla »
- Abies alba « Munsterland »
- Abies alba « Pectinata »
- Abies alba « Pendula »
- Abies alba « Pyramidalis »
- Abies alba « Schwarzwald »
- Abies alba « Virgata »
- Abies amabilis
- Abies amabilis « Spreading Star »
- Abies balsamea (Sapin baumier)
- Abies balsamea « Hudsonia »
- Abies balsamea « Nana Compacta »
- Abies balsamea « Nana »
- Abies balsamea « Nudicaulis »
- Abies balsamea « Piccolo »
- Abies balsamea « Verkades Prostrate »
- Abies bommuelleriana
- Abies borisii-regis (Sapin de Bulgarie)
- Abies bracteata (Sapin de Santa Lucia, Sapin bractifère)
- Abies cephalonica (Sapin de Céphalonie)
- Abies cephalonica var. apollinis
- Abies cephalonica Var. graeca
- Abies cephalonica var. reginae-amaliae
- Abies cephalonica var. robusta
- Abies cephalonica « Meyer’s Dwarf »
- Abies chayuensis
- Abies chensiensis
- Abies chensiensis subsp. salouensis
- Abies chensiensis subsp. yulongxueshanensis
- Abies chensiensis var. ernestii
- Abies cilicica
- Abies concolor (Sapin du Colorado)
- Abies concolor Var. lowiana « Creamy »
- Abies concolor « Archer’s Dwarf »
- Abies concolor « Argentea »
- Abies concolor « Aurea »
- Abies concolor « Biella »
- Abies concolor « Blue Spreader »
- Abies concolor « Compacta »
- Abies concolor « Fagerhult »
- Abies concolor « Fastigiata »
- Abies concolor « Gable’s Weeping »
- Abies concolor « Hexe »
- Abies concolor « Hortmann’s Igel »
- Abies concolor « Husky Pup »
- Abies concolor « Pendula »
- Abies concolor « Piggelmee »
- Abies concolor « Swif’s Silver »
- Abies concolor « Violacea Prostrata »
- Abies concolor « Violacea »
- Abies concolor « Wattezii »
- Abies concolor « Wintergold »
- Abies delavayi
- Abies delavayi var. georgei
- Abies delavayi « Green Giant »
- Abies delavayi « Major Neishe »
- Abies delavayi « Nana Headfort »
- Abies densa
- Abies engelmanni
- Abies equi-trojani-(cheval de troie)
- Abies fabri
- Abies fargesii
- Abies firma
- Abies firma « Bedgebury »
- Abies forrestii
- Abies fraseri
- Abies fraseri « Rauls Dwarf »
- Abies georgei
- Abies glehnii
- Abies gracilis
- Abies grandis (Sapin de Vancouver, Sapin géant)
- Abies holophyla
- Abies homolepis (Sapin de Nikko)
- Abies homolepis « Tomoni »
- Abies homolepsis « Prostrata »
- Abies insignis
- Abies kawakamii
- Abies koranea « Flava »
- Abies koreana « Blauer Pfiff »
- Abies Koreana « Blue and Silver »
- Abies koreana « Blue Standard »
- Abies koreana « Brevifolia »
- Abies koreana « Cis »
- Abies koreana « Compact Dwarf »
- Abies koreana « Crystal Globe »
- Abies koreana « Delikado »
- Abies koreana « Doni – Tajuso »
- Abies koreana « Festival »
- Abies koreana « Fliegende Untertasse »
- Abies koreana « Gait »
- Abies koreana « Golden Dream »
- Abies koreana « Green Carpet »
- Abies koreana « Horstmann »
- Abies koreana « Kohout »
- Abies koreana « Lippetal »
- Abies koreana « Luminetta »
- Abies koreana « Molli »
- Abies koreana « Müller Wittbolt »
- Abies koreana « Nisbet »
- Abies koreana « Oberon »
- Abies koreana « Orange Glow »
- Abies koreana « Piccolo »
- Abies koreana « Pinochio »
- Abies koreana « Prostrate Form
- Abies koreana « Silberkugel »
- Abies koreana « Silberlocke »
- Abies koreana « Silberperl »
- Abies koreana « Silberzwerg »
- Abies koreana « Silver Show »
- Abies koreana « Silverstar »
- Abies koreana « Starker’s Dwarf »
- Abies koreana « Stolwijk »
- Abies koreana « Taiga »
- Abies koreana « Threave »
- Abies koreana « Tundra »
- Abies koreana « Twergform Wüstemeyer
- Abies koreana – Sapin de Corée
- Abies lasiocarpa
- Abies lasiocarpa var. Arizonica
- Abies lasiocarpa var. Arozinata « Nana »
- Abies lasiocarpa Var. Compacta
- Abies lasiocarpa var. « Argentea »
- Abies lasiocarpa « Duflon »
- Abies lasiocarpa « Green Globe »
- Abies lasiocarpa « Kenwith Blue »
- Abies lasiocarpa « Logan Pass »
- Abies lasiocarpa « Mulligans Dwarf »
- Abies lasiocarpa « Witch’s Broom »
- Abies lowiana
- Abies magnifica
- Abies magnifica var. Xanthocarpa
- Abies mariesii
- Abies marocana
- Abies nebrodensis
- Abies nephrolepis
- Abies nimidica « Pendula »
- Abies nordmanniana subsp. equi-trojani
- Abies nordmanniana « Ambrolauri »
- Abies nordmanniana « Barabitz Compact »
- Abies nordmanniana « Barabit’s Compacta »
- Abies nordmanniana « Barabit’s Gold »
- Abies nordmanniana « Barabit’s Spreader »
- Abies nordmanniana « Jaobsen »
- Abies nordmanniana « Pendula »
- Abies nordmanniana « Robusta »
- Abies nordmanniana – Sapin de normann
- Abies nordmianna « Golden Spreader »
- Abies nordmianniana « Aurea »
- Abies numidica
- Abies numidica « Delicado »
- Abies numidica « Glauca »
- Abies pardei
- Abies pindrow
- Abies pinsapo
- Abies pinsapo var. Marocana
- Abies pinsapo « Aurea »
- Abies pinsapo « Fastigiata »
- Abies pinsapo « Glauca »
- Abies pinsapo « Hamondii »
- Abies pinsapo « Horstmann »
- Abies pinsapo « Horstmanns Nana »
- Abies pinsapo « Kelleriis
- Abies pinsapo « Pendula »
- Abies pinsapo « Pygmaea » - Epicea de Norvège « Pygmaea »
- Abies pinsapo « Pyramidalis »
- Abies procera
- Abies procera « Blaue Hexe »
- Abies procera « Glauca Procumbens »
- Abies procera « Glauca Prostata »
- Abies procera « Glauca »
- Abies procera « Jeddeloh »
- Abies procera « Kelleris »
- Abies procera « Noble’s Dwarf »
- Abies procera « Sherwoodii »
- Abies recurvata
- Abies recurvata var. ernestii
- Abies religiosa
- Abies sachalinensis
- Abies sibirica – Sapin de Sibérie
- Abies spectabilis
- Abies squamata
- Abies umbilicata
- Abies veitchii « Hedergott »
- Abies veitchii « Pendula »
- Abies veitchii – Sapin de veitch
- Abies wilmoriniana
- Abies x arnoldiana
- Abies x borisii-regis
- Abies x bornmuelleriana
- Abies x phanerolepis
- Abies x pinsapo cephalonica « Rosemoor Far’m »
- Abies x shastensis
- Abies x vasconcellosiana
- Acacia
- Acacia albida - Fruitiers du C
- Acacia aneura Nouveau
- Acacia auriculaeformis Nouveau
- Acacia baileyana Nouveau
- Acanthinophyllum strepitans
- Acer - Erable
- Acer amplum
- Acer buergerianum - Érable trident
- Acer caesium
- Acer campestre - Érable champêtre
- Acer capillipes - Érable jaspé de rouge
- Acer cappadocicum - Érable de Cappadoce
- Acer carpinifolium - Érable à feuilles de charme
- Acer chaneyi
- Acer circinatum
- Acer cissifolium - Érable à feuille de vigne
- Acer davidii - Érable du Père David
- Acer douglasense
- Acer duplicatoserratum
- Acer glabrum - Érable nain
- Acer grandidentatum
- Acer griseum - Érable à écorce de papier
- Acer heldreichii
- Acer japonicum - Érable du Japon
- Acer macrophyllum - Érable à grandes feuilles
- Acer Miyabei - Érable de Miyabe
- Acer monspessulanum - Érable de Montpellier
- Acer negundo - Érable negundo
- Acer nigrum - Érable noir
- Acer opalus - Érable à feuilles d'obier
- Acer palmatum - Érable palmé
- Acer pensylvanicum - Érable de Pennsylvanie
- Acer pentaphyllum - Érable à cinq folioles
- Acer platanoides - Érable plane
- Acer pseudoplatanus - Érable sycomore
- Acer pseudosieboldianum
- Acer pycnanthum
- Acer rubrum - Érable rouge
- Acer rufinerve - Érable à feuilles de vigne, Érable rufinerve, Érable oriental à bourgeons gris, Érable à peau de serpent
- Acer saccharinum - Érable argenté
- Acer saccharum - Érable à sucre
- Acer sempervirens - Érable de Crète
- Acer shirasawanum
- Acer spicatum – Érable à épis
- Acer tataricum
- Acer tataricum ginnala
- Acer triflorum
- Acer tutcheri
- Adenolisianthus
- Aesculus assamica
- Aesculus californica - Pavier de Californie
- Aesculus californica « Blue Ha
- Aesculus chinensis
- Aesculus dallimorei
- Aesculus flava
- Aesculus flava « Vestita »
- Aesculus glabra
- Aesculus glabra var. Arguta
- Aesculus glabra var. Leucoderm
- Aesculus glabra « October Red »
- Aesculus glaucescens
- Aesculus hemiacantha
- Aesculus hippocastanum - Marronnier commun - marronnier d'Inde - marronnier blanc
- Aesculus hippocastanum « Aureo
- Aesculus hippocastanum « Bauma
- Aesculus hippocastanum « Crisp
- Aesculus hippocastanum « Darkf
- Aesculus hippocastanum « Digit
- Aesculus hippocastanum « Hampt
- Aesculus hippocastanum « Honit
- Aesculus hippocastanum « Incis
- Aesculus hippocastanum « Lacin
- Aesculus hippocastanum « Memmi
- Aesculus hippocastanum « Monst
- Aesculus hippocastanum « Paras
- Aesculus hippocastanum « Pumil
- Aesculus hippocastanum « Pyram
- Aesculus hippocastanum « Umbra
- Aesculus hippocastanum « Varie
- Aesculus hippocastanum « Wisse
- Aesculus indica
- Aesculus indica « Sydney Pearc
- Aesculus japonica
- Aesculus x arnoldiana
- Aesculus x bushii
- Aesculus x carnea
- Aesculus x carnea « Aureomargi
- Aesculus x carnea « Briotii »
- Aesculus x carnea « Plantieren
- Aesculus x carnea « Variegata
- Aesculus x hybrida
- Aesculus x marylandica
- Aesculus x mutabilis
- Ailanthus altissima
- Ailanthus excelsa
- Ailanthus giraldii
- Ailanthus grandis
- Ailanthus integrifolia
- Ailanthus malabarica
- Ailanthus triphysa
- Ailanthus vilmoriniana
- Aiouea angulata
- Amburana cearensis
- Anadenanthera peregrina
- Andradea floribunda
- Anthodiscus montanus
- ARCHIDENDRON
- Archidendron bigeminum
- Archidendron bigeminum
- Archidendron clypearia
- Archidendron contartum
- Astrocaryum triandrum
- Astronium urundeuva
- Attalea septuagenata
- Azeredia
- Bactris
- Bactris coloniata
- Chloroxylon swietenia
- Cochlospermum
- Cochlospermum angolense
- Cochlospermum fraseri
- Cochlospermum gillivraei
- Cochlospermum intermedium
- Cochlospermum noldei
- Cochlospermum planchonii
- Cochlospermum regium
- Cochlospermum religiosum
- Cochlospermum tetraporum
- Cochlospermum vitifolium
- Davidia involucrata
- Dicksonia antarctica (Fougère arborescente commune)
- Dipteronia (Erable d’or et d’argent)
- Dipteronia sinensis (Érable d'or et d'argent)
- Flindersia
- Ginkgo biloba (Arbre aus quarante écus)
- Liquidambar acalycina - Copalme de Chine
- Melia azedarach
- Myracrodruon urundeuva- Astronium urundeuva
- Pourouma cecropiifolia
- Toxicodendron vernicifluum - Vernis du Japon
- Vitex lucens
- Zelkova abeliceaii - zelkova crétoise
- BOURGEONS ET RAMEAUX 0
- DESCRIPTION DES ARBRES 4
-
NOMENCLATURE DES ARBUSTES
195
- Abelia
- Abelia biflora
- Abelia chinensis
- Abelia engleriana
- Abelia floribunda
- Abelia graebneriana
- Abelia ionandra
- Abelia mosanensis
- Abelia schumannii
- Abelia schumannii « Bumblebee’s »
- Abelia spathulata
- Abelia triflora
- Abelia triflora « Pendula »
- Abelia umbellata
- Abelia uniflora
- Abelia x grandiflora
- Abelia x grandiflora "Aurea"
- Abelia x grandiflora "Compacta"
- Abelia x grandiflora "Francis Mason"
- Abelia x grandiflora "Gold spot"
- Abelia x grandiflora "Gold Strike"
- Abelia x grandiflora « Hopley’s »
- Abelia x grandiflora « Kaleidoscope »
- Abelia x grandiflora « Prostrata »
- Abelia x grandiflora « Semperflorens »
- Abelia x grandiflora « Snowdrift »
- Abelia x grandiflora « Sunrise »
- Abelia x grandiflora « Sunspot »
- Abelia x grandifora « Mariesii »
- Abelia zanderi
- Abelia zanderi 'Little Richard'
- Abelia ~ Confetti
- Abelia ~ Conti
- Abelia ~Edward Gaucher
- Abeliophyllum distichum
- Abeliophyllum distichum « Roseum »
- Abroma augustum –Coton du diable
- Abroma fastuosa
- Abutilon arboreum
- Abutilon bedfordianum
- Abutilon bedfordianum « Rose »
- Abutilon fuchsioides
- Abutilon grandifolium
- Abutilon halophilum
- Abutilon indicum
- Abutilon Megapotamicum
- Abutilon megapotamicum « Allan
- Abutilon megapotamicum « Allan
- Abutilon mollissimum
- Abutilon muticum
- Abutilon otocarpum
- Abutilon palmeri
- Abutilon pictum
- Abutilon pictum « Moritz »
- Abutilon pictum « Thompsonii »
- Abutilon sellowianum var. marm
- Abutilon somneratianum
- Abutilon theophrasti
- Abutilon viticella
- Abutilon vitifolium
- Abutilon vitifolium var. album
- Abutilon vitifolium « Album »
- Abutilon vitifolium « Lilac »
- Abutilon vitifolium « Sincox W
- Abutilon vitifolium « Tennant’
- Abutilon vitifolium « Veronica
- Abutilon vitifolium « White Ch
- Abutilon x hybridum
- Abutilon x hybridum « Rosea »
- Abutilon x milleri « Variegatu
- Abutilon x ochsenii
- Abutilon x suntense
- Abutilon x suntense 'Jermyns'
- Abutilon x suntense « Ralph Go
- Abutilon x suntense « Violetta
- Abutilon x suntense « White Ch
- Abutilon ~ « Alexandra »
- Abutilon ~ « Amsterdam »
- Abutilon ~ « Anne »
- Abutilon ~ « Apfelblüte »
- Abutilon ~ « Apricot Beauty »
- Abutilon ~ « Ashford Red »
- Abutilon ~ « Bella Rosa »
- Abutilon ~ « Benary’s Giant »
- Abutilon ~ « Benary’s Riesen »
- Abutilon ~ « Bettina »
- Abutilon ~ « Biggi »
- Abutilon ~ « Boskoop Geel »
- Abutilon ~ « Boule de neige »
- Abutilon ~ « Brillant »
- Abutilon ~ « Burgi »
- Abutilon ~ « Canary Bird »
- Abutilon ~ « Cannington Carol
- Abutilon ~ « Cannington Peter
- Abutilon ~ « Cannington Sonia
- Abutilon ~ « Cerise Queen »
- Abutilon ~ « Cinderella »
- Abutilon ~ « Cloth of Gold – T
- Abutilon ~ « Cynthia Pyke »
- Abutilon ~ « Eva »
- Abutilon ~ « Feuerglocke »
- Abutilon ~ « Feuerwehr »
- Abutilon ~ « Firebell »
- Abutilon ~ « Flammenzauber »
- Abutilon ~ « Gelbe Glocke »
- Abutilon ~ « Globosum »
- Abutilon ~ « Golden Fleece »
- Abutilon ~ « Herzblut »
- Abutilon ~ « Hinton Seedling »
- Abutilon ~ « Jacqueline Morris
- Abutilon ~ « Kentish Belle »
- Abutilon ~ « Kleine Schönheit
- Abutilon ~ « Klener Stern »
- Abutilon ~ « Leuchtfeuer »
- Abutilon ~ « Louis Marignac »
- Abutilon ~ « Marietta »
- Abutilon ~ « Marion »
- Abutilon ~ « Master Michael »
- Abutilon ~ « Melody »
- Abutilon ~ « Milleri Variegate
- Abutilon ~ « Moderm Master »
- Abutilon ~ « Nabob »
- Abutilon ~ « Old Rose »
- Abutilon ~ « Orange Beauty »
- Abutilon ~ « Orange Glow »
- Abutilon ~ « Orange King »
- Abutilon ~ « Orange Vein »
- Abutilon ~ « Orange »
- Abutilon ~ « Parlor Maple »
- Abutilon ~ « Patrick Synge »
- Abutilon ~ « Peaches And Cream
- Abutilon ~ « Pink Beauty »
- Abutilon ~ « Pink Lady »
- Abutilon ~ « Pocheri Bordeaux
- Abutilon ~ « Pocheri Orange »
- Abutilon ~ « Pocheri Rouge »
- Abutilon ~ « Red Bells »
- Abutilon ~ « Rosa Mini »
- Abutilon ~ « Rosa Puppe »
- Abutilon ~ « Rosalie »
- Abutilon ~ « Rose Glow »
- Abutilon ~ « Rosenrot »
- Abutilon ~ « Sabina »
- Abutilon ~ « Savitzii »
- Abutilon ~ « Souvenir de Bonn
- Abutilon ~ « Suntense »
- Abutilon ~ « Variegata »
- Abutilon ~ « Ville de Lyon »
- Abutilon ~ « White Form »
- Abutilon ~ « Yellow Beauty »
- Abutilon × milleri
- Acacia acinacea
- Acacia aculeatissima
- Acacia acuminata
- Acacia adsurgens
- Acacia adunca
- Acacia alata
- Acacia alpina Nouveau
- Acacia arenaria Nouveau
- Acacia argyrophylla Nouveau
- Allamanda blanchetii
- Allamanda cathartica
- Allamanda neriifolia
- Arctostaphylos manzanita
- Argyrocytisus battandieri - Genêt ananas - Cytisus battandieri
- Aronia arbutifolia
- Brugmansia arborea
- Brugmansia aurea
- Brugmansia ou Datura arboresce
- Brugmansia sanguinea
- Brugmansia suaveolens
- Brugmansia versicolor
- Ceratostigma minus
- Eleutherococcus - Éleuthérocoq
- Eleutherococcus divaricatus
- Eleutherococcus giraldii
- Eleutherococcus henryi
- Eleutherococcus lasiogyne
- Eleutherococcus leucorrhizus
- Eleutherococcus rehderianus
- Eleutherococcus sciadophylloid
- Eleutherococcus senticosus
- Eleutherococcus sessiliflorus
- Eleutherococcus setchuensis
- Eleutherococcus sieboldianus «
- Eleutherococcus sieboldianus «
- Eleutherococcus sieboldianus « Variegatus »
- Eleutherococcus simonii
- Eleutherococcus spinosus
- Eleutherococcus trichodon
- Eleutherococcus trifoliatus
- Eleutherococcus wilsonii
- Rhus typhina - Vinaigrier, Sum
- Tecoma capensis « Hammer’s ros
- Teucrium fruticans
- GLOSSAIRE MYCOLOGIQUE 0
- LA BIOLOGIE DES CHAMPIGNONS 1
- LA CLASSIFICATION DES CHAMPIGNONS 1
- LA DESCRIPTION DES CHAMPIGNONS 1
- LA REPRODUCTION DES CHAMPIGNONS 1
- LA VIE DES CHAMPIGNONS 1
- LE MONDE DES CHAMPIGNONS 1
- LES CHAMPIGNONS TOXIQUES 1
- LES FAMILLES DES CHAMPIGNONS 0
-
NOMENCLATURE DES CHAMPIGNONS
13
- Albatrellus ovinus - (Polypore des brebis)
- Armillaria
- Aureoboletus cramesinus
- Boletus badius - Bolet bai
- Boletus calipes - Bolet à pied creux
- Boletus calopus - Bolet à beau pied
- Boletus chrysenteron - Bolet à chair jaune
- Boletus edutis -cèpe de Bordeaux
- Boletus fechtneri - Bolet de Fechtner
- Boletus luridus - Bolet blafard
- Boletus pinophilus - Bolet pinicola - Bolet des pins
- Boletus piperatus - Bolet poivré
- Entomophthora muscae
-
NOMENCLATURE DES MOUSSES
31
- Anthoceros
- Anthoceros agrestis
- Anthoceros cavernosus
- Anthoceros punctatus
- Anthoceros rosulans
- Anthoceros tuberculatus
- Anthoceros sambesianus
- Dendroceros
- Dendroceros africanus
- Dendroceros borbonicus
- Dendroceros cavernosus
- Dendroceros crispus
- Dendroceros granulatus
- Dendroceros humboldtensis
- Dendroceros javanicus
- Dendroceros subplanus
- Dendroceros tahitensis
- Folioceros
- Folioceros fuciformis
- Folioceros glandulosus
- Leiosporoceros dussii
- Nothoceros
- Nothoceros vincentianus
- Phaeoceros
- Phaeoceros carolinianus
- Phaeoceros exiguus
- Phaeoceros flexivalvis
- Phaeoceros laevis
- Phaeomegaceros fimbriatus
- Phymatoceros bulbiculosus
- Sphaerosporoceros
- INTRODUCTION 1
- LES BRYOPHYTES 1
-
NOMENCLATURE DES PLANTES ANNUELLES
14
- Abelmoschus esculentus
- Abelmoschus manihot - Aibika
- Abelmoschus manihot « Cream Cup »
- Abelmoschus manihot « Sunset »
- Abelmoschus moschatus « Pacific »
- Anacyclus radiatus
- Brugmansia arborea
- Brugmansia aurea
- Brugmansia ou Datura arboresce
- Brugmansia sanguinea
- Brugmansia suaveolens
- Brugmansia suaveolens
- Brugmansia versicolor
- Datura (Datura stramonium), herbe du diable toxique
-
NOMENCLATURE DES PLANTES AQUATIQUES
16
- Acorus gramineus « Variagatus »
- Caltha natans
- Euryale ferox
- Hydrocotyle
- Hydrocotyle americana
- Hydrocotyle bonariensis
- hydrocotyle formosa
- Hydrocotyle leucocephala
- Hydrocotyle mexicana
- Hydrocotyle quinqueloba
- Hydrocotyle ramiflora
- Hydrocotyle ranunculoides
- Hydrocotyle sibthorpioides
- Hydrocotyle verticillata
- Hydrocotyle vulgaris
- Isoetes bolanderi - Isoète de Bolander
- INTRODUCTION SUR LES PLANTES VIVACES 2
-
NOMENCLATURE DES PLANTES VIVACES
83
- Abelmoschus
- Abelmoschus esculentus
- Abelmoschus manihot
- Abelmoschus manihot "Cream Cut"
- Abelmoschus manihot « Sunset »
- Abelmoschus moschatus
- Abelmoschus moschatus « Pacific »
- Abronia
- Abronia alpinia
- Abronia fragrans
- Abronia latifolia
- Abronia maritima
- Abronia pogonantha
- Abronia umbellata
- Abronia villosa
- Abutilon ~ « Bella »
- Acaena
- Acaena argentea
- Acaena buchananii
- Acaena caesiiglauca
- Acaena inermis
- Acaena microphylla
- Acaena myriophylla
- Acaena novae-zelandiae
- Acaena ovalifolia
- Ajuga genevensis
- Alyssum murale
- Alyssum saxatile
- Amsonia ciliata
- Atropa belladonna (Belladone)
- Calochortus
- Chondrilla juncea - Chondrille à feuilles de joncs - Chondrille effilée - Chondrille à tige de jonc - Salade à bûches
- Cortaderia richardii (Herbe de la pampa)
- Cortaderia selloana (Herbe da la pampa) (gynerium)
- Doronicum clusii
- Echinops sphaerocephalus - Oursin à têtes rondes
- Gynura aurantiaca « Purple Passion »
- Helleborus (Ranunculaceae)
- Helleborus argutifolius - Hellébore de Corse
- Helleborus croaticus
- Helleborus dumetorum
- Helleborus foetidus
- Helleborus foetidus - Hellébore fétide
- Helleborus grandorfensis « Ice n'Roses White »
- Helleborus liguricus
- Helleborus lividus subsp. Corsicus
- Helleborus multifidus
- Helleborus multifidus subsp. Serbicus
- Helleborus niger
- Helleborus odorus
- Helleborus orientalis - Rose de carême
- Helleborus purpurascens - Hellébore pourpre
- Helleborus thibetanus
- Helleborus thibetanus
- Helleborus torquatus - Hellébore de Serbie
- Helleborus viridis - Hellébore vert
- Helleborus viridis subsp. Occidentalis
- Lespédéza
- Lycopodium annotinum
- Pelargonium citronellum
- Pelargonium crispum – Géranium odorant
- Pelargonium cucullatum - Géranium à feuilles en entonnoir
- Pelargonium fulgidum
- Pelargonium graveolens – Pélargonium rosat
- Pelargonium hederaefolium - Géranium lierre, Géranium des balcons
- Pelargonium X domesticum - Pélargonium des fleuristes, Pélargonium régal, Géranium à grandes fleurs
- Pelargonium ×hortorum – Pélargonium zonale
- Primula (primevère)
- Rheum (Rhubarbe)
- Rosa xanthina « Canary Bird »
- Ruta chalepensis - Rue de Chalep
- Symphytum (Consoude)
- Symphytum asperum - Consoude hérissée - Consoude rude
- Symphytum azureum - Consoude bleue
- Symphytum bulboseum - Consoude bulboseum
- Symphytum caucasicum - Consoude du Caucase
- Symphytum grandiflorum - Consoude à grandes fleurs
- Symphytum gussonei - Consoude gussonei
- Symphytum gussonei - Consoude gussonei
- Symphytum officinale - Consoude officinale
- Symphytum officinale - Consoude officinale
- Tanacetum vulgare (La Tanaisie commune)
- Tanacetum vulgare (La Tanaisie commune) (Chrysanthemum vulgare )
-
NOMENCLATURE DES ROSIERS
15
- Rosa moyesii « Geranium »
- Rosa rugosa « Hansa »
- Rosa x gallica « Complicata »
- Rosa xanthina « Canary Bird »
- Rosa « Belle Amour »
- Rosa « Celile Brünner »
- Rosa « Centenaire de Lourdes »
- Rosa « Clair Matin »
- Rosa « Claude Monet »
- Rosa « Duchesse de Brabant »
- Rosa « Elina »
- Rosa « Fluorescent »
- Rosa « Glamis Castle »
- Rosa « Graham Thomas »
- Rosa « Madame Caroline Testout »
- INTRODUCTION 0
Aujourd'hui
15 visiteurs - 643 pages vues
Total
186247 visiteurs - 573266 pages vues
Contenu
Nombre de pages : 2877
Nombre de billets : 4
Vous êtes le ème visiteur
Roussillon

Nuageux
- Min: 6 °C
- Max: 8 °C
- Vent: 8 kmh 90°
- BOTANISTE JEAN-MARC GIL TOUT SUR LA BOTANIQUE /
- LA BOTANIQUE /
- LES ANIMAUX NUISIBLES AUX PLANTES ORNEMENTALES /
- LES NEMATODES /
- Ditylenchus dipsaci – le némat
Ditylenchus dipsaci – le nématode des tiges et des bulbes
Introduction description
Le nématode des tiges et des bulbes sévit en Europe sur de nombreux végétaux. Ils s’attaquent à plus de 400 000 espèces de plantes. En horticulture ornementale, on l’observe plus particulièrement sur : l’anémone, l’aralia, l’asparagus, le bégonia, le freesia, le glaïeul, l’ris, la tulipe, l’œillet, le chrysanthème, l’hortensia, le cyclamen, le lilas, le muguet, la pivoine, les giroflées, etc.… sont fréquemment attaquées par ce ravageur.
On doit signaler l’existence de plusieurs races biologiques due à une spécialisation parasitaire. Ces dernières ne sévissent que sur certaines espèces végétales.
L’adulte, filiforme et incolore, mesure 1 mm de longueur ; les stades larvaires de 0,5 à 0,9 mm et les œufs 0,1 mm en moyenne.
Biologie dégâts :
Ce ravageur (Ditylenchus dipsaci) hiverne dans le sol, les résidus de culture, les plants et organes atteints (pieds-mères, caïeux, rhizomes, tubercules …). Il peut se maintenir sur certaines mauvaises herbes comme le Chénopode, le Pâturin annuel, le séneçon vulgaire… Il pénètre par les stomates et se développe dans les espaces intercellulaires des parenchymes. Il se nourrit en absorbant le cytoplasme des cellules à l’aide de son stylet.
Après fécondation, la femelle pond plusieurs centaines d’œufs dans les tissus. L’éclosion réalisée, les larves muent quatre fois avant d’atteindre le stade adulte. Le cycle peut être bouclé en 18 à 20 jours, pour une température comprise en + 20°C et + 24°C, mais il atteint plus d’un mois à une température de + 15°C. D’autres facteurs influent sur la vitesse de développement, comme en particulier l’humidité. Lorsque des conditions défavorables surviennent (sècheresse, froid), ce nématode se met en vie ralentie (anabiose). Il peur rester sous cette forme pendant plusieurs années (5 à 7 ans).
La dissémination est assurée par les boutures prises sur des pieds-mères atteints (Hortensia, par exemple), par l’utilisation de bulbes, tubercules, caïeux contaminés, ainsi que les particules terreuses adhérant aux outils, aux chaussures.
Les dégâts présentent une grande diversité. Néanmoins, on peut distinguer :
- – Les réductions de croissance qui se manifestent par des entre-nœuds plus courts.
- Des modifications de la coloration des feuilles et des fleurs.
Elles s’observent :
- Sur des feuilles d’hortensia ; on note un jaunissement, puis un brunissement du limbe, suivi d’une nécrose. Une courbure, puis un épaississement apparaissent sur la nervure principale, entraînant un froissement de la feuille.
- Sur Aster, le jaunissement est en général limité par les nervures.
- Sur les fleurs de tulipe, on remarque un changement de couleur associé à une asymétrie.
- – Des altérations des organes et des tissus. Ces derniers présentent un gonflement et sont d’apparence spongieuse. En coupe transversale, les bulbes (narcisses et jacinthes) laissent apparaître des anneaux concentriques noirs dus à une pourriture de certaines écailles. Le limbe de quelques espèces (tulipe, narcisse) se couvre de pustules jaunes puis brunes. En règle générale, on remarque une déformation du feuillage.
- – Méthodes culturales.
- Observer une alternance des cultures.
- Sélectionner des pieds-mères sains.
- Détruire les adventices.
- Ramasser et brûler les débris de culture.
- – Méthodes physiques.
- Tremper les bulbes de Jacinthes ou les rhizomes d’Iris dans un bain d’eau chaude à + 43,5°C pendant deux heures. Il est parfois nécessaire de faire suivre cette opération par un pré-trempage à une température plus modérée.
- Désinfecter le sol à la chaleur.
- Mettre en place, aux entrées des « chapelles » des serres des bacs remplis d’un liquide désinfectant (formol, eau de javel diluée) pour détruire les nématodes adhérent avec de la terre aux chaussures.
Description |
Le nématode des tiges est également nommé Anguillule des céréales et des bulbes ou Anguillule des tiges. Il constitue l’un des principaux nématodes nuisibles aux cultures à travers le monde. il peut ainsi peut s'attaquer à plus de 1 200 plantes cultivées et sauvages. Ditylenchus dipsaci se décline en une vingtaine de races biologiques qui sont indistinguables morphologiquement, mais qui possèdent chacune leur gamme d'hôtes. |
|
Cycle Biologique |
Le nématode des tiges pénètre dans le parenchyme dans lequel il se multiplie. Il hiverne tous les stades dans l'appareil végétatif des plantes. |
Informations relatives à l'organisme nuisible Les espèces appartenant au vaste genre Ditylenchus, sont réparties dans le monde entier et sont, pour la plupart, mycétophages. Cependant, le genre compte aussi un petit nombre d'espèces considérées comme des organismes nuisibles très importants de certains végétaux supérieurs. Il convient de signaler que certains végétaux (par exemple, la betterave, la luzerne et le trèfle) sont attaqués par Ditylenchus dipsaci et par Ditylenchus destructor, mais qu'il est rare que les deux espèces soient présentes simultanément sur un même végétal. Ditylenchus dipsaci D. dipsaci, ou nématode des tiges, attaque plus de 1 200 espèces végétales sauvages ou cultivées. Un grand nombre d'adventices et de graminées comptent parmi les hôtes du nématode et sont susceptibles de jouer un rôle important dans sa survie en l'absence de végétaux cultivés. Les analyses morphologiques, biochimiques, moléculaires et caryologiques de différentes populations et races de D. dipsaci ont fait apparaître qu'il s'agissait d'un complexe comprenant au moins 30 «races d'hôtes», ayant chacune une gamme d'hôtes limitée a scindé ce complexe en deux groupes. Le premier rassemble les populations diploïdes caractérisées par leur taille «normale», qui est nommées D. dipsaci et il comprend la plupart des populations signalées jusqu'à aujourd'hui. Le deuxième groupe rassemble les polyploïdes et comprend actuellement Ditylenchus, (D. dipsaci dit «race géante» qui parasite Vicia faba (fève)); (qui parasite Cirsium arvense (cirse des champs)); et trois Ditylenchus spp. non décrites appelées D, E et F, associées à des espèces végétales des Fabaceae, des Asteraceae et des Plantaginaceae, respectivement. Sur l'ensemble de ces espèces, seules D. dipsaci s.s. et la variante morphologiquement plus grande D. gigas sont des organismes nuisibles des végétaux d'importance économique.
Tous les ans, au mois de juin juillet, on recense quelques rares parcelles de féverole présentant des attaques de nématodes. Ditylenchus dipsaci, communément appelé nématode des tiges, est le seul nématode migrant endoparasite qui attaque les parties aériennes de la plante (tige, feuilles, gousses et graines). Ditylenchus dipsaci est un complexe de sept espèces dont Ditylenchus dipsaci sensu stricto* et sa variante de taille supérieure Ditylenchus gigas (ou D. sp. B,) sont les seuls parasites de poids économique importants. D. dipsaci sensu stricto possède un large spectre d’hôtes (plus de 400 plantes incluant la féverole, la pomme de terre, la betterave, la luzerne, etc.) alors que D. gigas a un spectre plus limité, n’affectant que la culture de la féverole ce qui en fait l’un des plus sérieux parasites de féveroles dans beaucoup de pays. Il trouve également refuge dans certains adventices comme le lamier pourpre et blanc, la renoncule des champs, le liseron des champs et la folle avoine. Le seul moyen actuel pour limiter l’extension de ce parasite est de ne pas semer de graines infestées. D’où l’importance de savoir repérer une attaque de nématodes dans une parcelle.
Les mâles et les femelles sont vermiformes à tous les stades. Il s’agit de vers minces et transparents. Les adultes de Ditylenchus dipsaci gigas mesurent de 1,3 à 2,3 mm de long. Les nématodes déposent leurs œufs dans les tissus de la plante et les larves apparaissent 3-4 semaines après en conditions favorables. La population augmente considérablement pendant l’été jusqu’à la sénescence de la plante. Origine des attaques : Le nématode peut à la fois être véhiculé par la graine ou présent dans le sol. L’attaque observée sous forme de petites zones circulaires qui s’agrandissent avec le temps ou de pieds isolés indiquent que la graine est responsable de la dissémination, alors que si la maladie apparaît en zones plus ou moins vastes -souvent allongées dans le sens du labour l’infestation provient du sol. Des conditions fraîches (températures de 15 à 20°) et humides (pluie, brouillard, rosée et irrigation) favorisent l’invasion des jeunes tissus végétaux par ce nématode. Un film d’eau est nécessaire au déplacement des nématodes et à leur pénétration dans une plante (larves et adultes). Celle-ci se fait par la base des tiges (premières lésions). Le stade sensible de la féverole est de 4-8 feuilles à la floraison. Persistance et dissémination : Bien que les densités dans le sol semblent diminuer fortement avec le temps, ce nématode peut persister de nombreuses années en l’absence de plantes-hôtes (jusqu’à dix ans de survie) sous forme de larve dans les graines, la plante ou le sol. La survie des nématodes et les dégâts sont plus élevés dans des sols lourds et les sols crayeux que dans les sols sableux. D. dipsaci peut également persister dans des adventices. Les eaux d’irrigation et le travail du sol avec outils et des machines contaminées sont d’autres sources de dissémination de l’inoculum. Les symptômes : Ditylenchus gigas provoque les symptômes les plus graves sur fève et féverole en comparaison à D. dipsaci sensu stricto. Le gonflement en serait le symptôme typique. De manière générale, sur plantes, D. dipsaci provoque des gonflements et des déformations des tissus caulinaires ou bien des lésions qui virent au marron rougeâtre puis noir. Les plantes sont ainsi chétives (croissance terminale stoppée), tordues et épaissies. D’autres symptômes peuvent survenir (virement et éclatement des gousses, nécrose des pétioles et feuilles). Les semences infestées sont plus sombres, plus petites et peuvent avoir des petites tâches répandues sur toute leur surface. En cas de forte attaque il y a un noircissement et éclatement des téguments de la semence ; la graine est plus petite et mal formée. Parfois les nématodes réunis en amas cotonneux sont visibles à l’œil nu sur les cotylédons. Un symptôme typique de forte attaque sur semence de féverole infestée est la craquelure de l’épiderme en forme d’étoile et l’éclatement des téguments. Les plantes issues de graines infectées meurent prématurément et répandent l’infection aux plantes voisines. En général les dégâts ne sont visibles qu’à partir de la floraison de la féverole et plus nettement en juin juillet, bien que des symptômes puissent apparaître plus tôt si la croissance est lente. Le nématode quitte la plante lorsque les tissus se nécrosent. Ne pas semer de graines infestées : Les infestations liées à la graine peuvent ne pas avoir d’impact sur la plante la première année, mais les plantes suivantes seront plus affectées par les infestations du sol (perte de rendement jusqu’à 70%). Ainsi les graines infestées ne doivent pas être utilisées en semences. La détermination de la race est essentielle pour un programme de rotation efficace.
Conseil à retenir : Afin de limiter la nuisibilité des nématodes il importe donc d’être exigeant sur la qualité sanitaire des semences et d’établir ensuite un diagnostic sûr lorsque le rendement ne correspond pas aux potentialités réelles de fertilité. Symptôme de gonflement de la tige Symptômes de la race géante sur graine de féverole Contacts techniques régionaux Symptômes caractéristiques sur cotylédons.
Détection D. dipsaci et D. destructor provoquent tous les deux les symptômes identiques ci-après qui permettent leur détection: gonflement, déformation, coloration anormale et développement chétif des parties aériennes des végétaux et nécrose ou pourriture des bulbes et des tubercules (Thorne, 1945). Ditylenchus dipsaci D. dipsaci illustre le principe de l'adaptation parasitaire par son aptitude à envahir le parenchyme solide en provoquant une lyse enzymatique de la couche pectique, ou lamelle moyenne, séparant deux parois cellulaires adjacentes, ce qui aboutit à la séparation et à l'arrondissement des cellules. Ce phénomène explique l'aspect luisant typique ou la texture farineuse des tissus infestés, qui rappelle la chair d'une pomme trop mûre (Southey, 1993). Selon Vovlas et al. (2011), l'infestation de V. faba par D. gigas (nématode géant des tiges et des bulbes) entraîne le gonflement et la déformation des tissus caulinaires, ou bien des lésions qui virent au brun rougeâtre puis au noir. Dans les cas d'infestations graves, les semences sont sombres, déformées et plus petites que les semences saines et elles présentent des petites taches en surface. Les hôtes autres que V. faba sont Lamium purpureum, Lamium album, Lamium amplexicaule, Ranunculus arvensis, Convolvulus arvensis et Avena sterilis.
Selon Sturhan et Brzeski (1991), les principaux végétaux hôtes de D. dipsaci appartiennent aux familles énumérées ci-après. Gramineae: Avena sativa (avoine), Secale cereale (seigle), Zea mays (maïs), Triticum aestivum (blé); Liliaceae: A. cepa, A. sativum, Tulipa spp.; Leguminosae: M. sativa, Vicia spp., Pisum sativum, Trifolium spp.; Solanaceae: S. tuberosum, Nicotiana spp.; Cruciferae: Brassica campestris; et Amaryllidaceae: Narcissus spp. Parmi les autres hôtes, on trouve D. carota, Fragaria spp. (Fraise), B. vulgaris, H. orientalis, Allium ampeloprason (poireau), Phlox drummondii, Phlox paniculata, Dianthus spp. (œillet), Apium graveolens (céleri), Hydrangea spp., Lens culinaris (lentille), Brassica napus (colza), Petroselinum crispum et Helianthus annuus (tournesol). Au cours d'une même saison, diverses générations de D. dipsaci peuvent se succéder sur un végétal hôte. En cas de mort des parties infectées, du fait des dommages provoqués par l'organisme nuisible, les nématodes abandonnent le végétal hôte avant que celui-ci ne dépérisse complètement. En l'absence de végétaux hôtes, les nématodes peuvent pénétrer dans des végétaux non hôtes et s'y nourrir pendant un certain temps, mais ne peuvent pas s'y reproduire (Andrássy et Farkas, 1988). Les symptômes les plus fréquents de l'infestation par D. dipsaci sont des plants chétifs et chlorosés; des tiges, des pétioles et des fleurs épaissis, étiolés, porteurs de gales et déformés; et, dans les bulbes et les rhizomes, des lésions nécrotiques et une pourriture apparaissant souvent sous la forme d'anneaux bruns quand les bulbes sont tranchés. D. dipsaci peut aussi infester les semences, par exemple de Phaseolus vulgaris (haricot mange-tout, haricot commun ou haricot vert), V. faba, Allium spp. et M. sativa. En général, les semences de petite taille ne présentent pas de symptômes d'infestation mais les semences plus volumineuses peuvent avoir une peau rétractée parsemée de taches de coloration anormale. 3.1.1.1 Symptômes caractéristiques sur Gramineae Avena sativa et Secale cereale (McDonald et Nicol, 2005). Les feuilles se déforment, les tiges s'épaississent, les talles sont produites en nombre anormal et la plante est petite, buissonnante et chétive. S'agissant des cultures de S. cereale, D. dipsaci est présent essentiellement dans les sols légers et pauvres en humus et, naturellement, dans les zones où le seigle est produit régulièrement. Les premiers signes d'infestation peuvent être observés dès la fin de l'automne, mais ils sont plus visibles au printemps. La présence dans le champ de seigle de plusieurs plaques de plantes moins développées que les autres signale les dégâts provoqués par l'organisme nuisible. Étant donné que les plants d'A. sativa infestés poussent plus lentement, leur couleur verte ressort dans le champ qui blondit. Lorsqu'il est infesté, T. aestivum présente les mêmes symptômes que les autres céréales, et il est attaqué par D. dipsaci seulement en Europe centrale et orientale (Rivoal et Cook, 1993). Zea mays est un hôte peu apprécié de D. dipsaci mais l'invasion des tissus caulinaires des jeunes plants provoque une nécrose de ces tissus et entraîne la mort des plants de maïs ou leur chute avant la récolte (Rivoal et Cook, 1993). Les feuilles des plants infestés sont craquantes et enroulées comme un tire-bouchon. Les entre-nœuds sont raccourcis, la base des tiges devient creuse, et les plants les plus développés se cassent et versent. 3.1.1.2 Symptômes caractéristiques sur Liliaceae Allium cepa, Allium sativum et Allium cepa var. aggregatum (échalote). Chez la plupart des Allium spp., une conséquence caractéristique de l'infestation de D. dipsaci est la déformation des feuilles et des bulbes (figures 2, 3 et 4). La base des jeunes plants enfle et les feuilles se déforment. Les bulbes infectés plus âgés présentent un gonflement des écailles et des fissures ouvertes qui apparaissent souvent sur le plateau racinaire du bulbe (Potter et Olthof, 1993). A. cepa attaqué par D. dipsaci prend un aspect givré dû à la dissolution des cellules par le nématode lorsque celui-ci se nourrit (Ferris et Ferris, 1998). Les bulbes infestés tendent à pourrir facilement pendant l'entreposage (Bridge et Hunt, 1986). Les écailles internes du bulbe sont généralement plus fortement attaquées que les écailles externes. Au fur et à mesure que la saison avance, le bulbe devient plus mou et, en coupe transversale, présente un brunissement des écailles en cercles concentriques. En revanche, D. dipsaci ne produit pas de déformation des feuilles ou de gonflement chez A. sativum, mais provoque le jaunissement et la mort des feuilles (Netscher et Sikora, 1990). Mollov et al. (2012) ont signalé pour la première fois D. dipsaci chez A. sativum au Minnesota, aux États-Unis. Les symptômes sur la partie aérienne des végétaux étaient le développement chétif et la chlorose et, sur les bulbes, la nécrose, un développement insuffisant et une déformation. Sur Allium spp., les feuilles peuvent présenter de petites protubérances («spickels») (c'est-à-dire des boursouflures semblables à des cloques sur la surface foliaire). Aucun symptôme n'est observé sur les semences d'Allium infesté. Tulipa spp. (Southey, 1993). Les symptômes d'une attaque de D. dipsaci sur tulipe, qu'il s'agisse de la plante en croissance ou du bulbe, sont très différents des symptômes observés sur Narcissus spp. En plein champ, c'est à la floraison que l'infestation est la plus facile à détecter. Le premier signe est l'apparition d'une lésion pâle ou violacée sur un côté de la tige, immédiatement au-dessous de la fleur, qui s'incline en direction de la lésion. La lésion grandit, l'épiderme se fond– révélant en-dessous le tissu relâché typique – et les dégâts s'étendent vers le bas et souvent vers le haut jusque sur les pétales. Quand les attaques sont graves, ces lésions se développent vers le bas des tiges à partir des aisselles des feuilles et peuvent provoquer des déformations pendant la croissance. Les infestations commencent à la base des nouveaux bulbes, qui se développent comme des bourgeons latéraux à la
base des anciennes tiges. L'infection est visible et sensible lorsque l'on enlève les écailles brunes externes, car les écailles charnues externes présentent des taches molles grises ou brunes. Les bulbes infectés ne présentent pas d'anneaux bruns comme le font les bulbes de narcisse et de jacinthe. 3.1.1.3 Symptômes caractéristiques sur Leguminosae Medicago sativa. D. dipsaci est le plus important nématode nuisible de M. sativa. Les sols lourds et les périodes de fortes pluies ou les zones irriguées par asperseurs sont propices aux infestations. La présence de plants blancs («White flagging») due à l'appauvrissement en chlorophylle foliaire est souvent une caractéristique des cultures infestées dans des conditions d'humidité excessive (Griffin, 1985). Dans les champs infestés, on observe fréquemment des plaques irrégulières où les plants sont clairsemés. Les symptômes typiques de l'attaque du nématode sont le gonflement basal, le rabougrissement et la torsion des tiges et des feuilles, le raccourcissement des entre-nœuds et la formation de nombreux bourgeons axillaires entraînant un tallage anormal, qui donne à la plante un aspect buissonnant (McDonald et Nicol, 2005). Parfois, les plants infestés ne se développent pas suffisamment pour permettre la production de foin (Ferris et Ferris, 1998) et, souvent, ne parviennent pas à produire de fleurs (McDonald et Nicol, 2005). D. dipsaci prédispose la luzerne aux attaques de Phytophtora megasperma. Les dégâts provoqués par D. dipsaci sont aggravés par l'invasion d'autres nématodes saprophages (espèces Rhabditis, Cephalobus et Panagrolaimus) sur les végétaux malades et cassés, ce qui accélère aussi la mort de ces derniers (Andrássy et Farkas 1988). Aucun symptôme n'est observé sur les semences de Medicago infesté. Trifolium spp. (Cook et Yeates, 1993). Les symptômes sont très semblables à ceux de M. sativa qui viennent d'être décrits, sauf en ce qui concerne le trèfle rouge et le trèfle blanc. L'organisme nuisible envahit le trèfle rouge plus particulièrement par temps pluvieux et frais. De vastes plaques rondes de végétaux malades apparaissent dans le champ; les végétaux sont plus touchés par la maladie à l'intérieur de la plaque, et sont fréquemment flétris en son centre. Les bases des végétaux sont gonflées comme des bulbes et les feuilles sont craquantes, racornies et parcourues de nervures visiblement épaisses. Au moment de l'initiation florale, les futurs bourgeons floraux sont gonflés comme des gales et une gale florale peut contenir à elle seule 5 000 nématodes (Courtney, 1962). Les tiges de trèfle blanc infectées par D. dipsaci sont courtes et gonflées, les bourgeons sont en touffes et les parties infestées brunissent en été ou en automne. Les feuilles sont plus étroites que d'habitude mais leurs pétioles sont plus épais et plus courts. Les bourgeons floraux sont gonflés à la base (Andrássy et Farkas, 1988). 3.1.1.4 Symptômes caractéristiques sur Solanaceae Solanum tuberosum. D. dipsaci produit une pourriture en forme d'entonnoir qui pénètre plus profondément dans le tubercule que la pourriture superficielle provoquée par D. destructor. Les tiges et les feuilles sont envahies par le nématode, ce qui entraîne le développement chétif typique du plant, associé à une importante déformation des tiges et des pétioles (Evans et Trudgill, 1992). Nicotiana spp. (Johnson, 1998). Les larves infectieuses (quatrième stade) pénètrent dans les feuilles et les tiges des jeunes plants de tabac par temps humide et provoquent la formation de petits renflements jaunes (gales) qui peuvent se répandre jusqu'à 40 cm, voire davantage, au-dessus du sol. Au fur et à mesure que les gales se multiplient, les tissus végétaux commencent à mourir prématurément. Les feuilles des étages inférieurs peuvent tomber et celles des étages supérieurs jaunir. Les gales finissent par pourrir, arrêtant la croissance des plants infectés. Enfin, notamment par temps frais et humide et sur des sols lourds, les tiges malades se rompent et les végétaux versent. 3.1.1.5 Symptômes caractéristiques sur Cruciferae Les plants matures de B. campestris attaqués par D. dipsaci peuvent développer une grave pourriture du collet.
Symptômes caractéristiques sur Amarilidaceae Narcissus spp. (Southey, 1993). Les symptômes typiques sont des boursouflures jaune pâle semblables à des cloques (spickels) sur les feuilles, et des anneaux concentriques bruns qui peuvent être observés sur les coupes transversales des bulbes (figures 5 et 6). Quand les bulbes sont coupés en longueur, on peut constater que la nécrose a commencé à leur sommet et s'est diffusée vers le bas. Les gonflements sont particulièrement apparents avant la floraison, quand les feuilles sont en plein développement. En cas d'attaque modérée, il est plus facile de sentir les gonflements entre le pouce et l'index que de les voir. Dans les bulbes secs peu touchés par l'attaque de D. dipsaci, on peut détecter l'infection en tranchant le bulbe juste en-dessous de son sommet. Un examen attentif lors des premiers stades de l'infestation révèle la présence de zones spongieuses brillantes, où les cellules ont été dissociées. Une nécrose brune ne tarde pas à prendre la suite. 3.1.1.7 Symptômes caractéristiques sur d'autres hôtes Fragaria spp. D. dipsaci est la seule espèce de Ditylenchus considérée comme un agent pathogène du fraisier (Brown et al., 1993). Les dégâts qui apparaissent sont des feuilles petites et déformées et des pétioles courts, épais et tordus. Famille des Asparagacae, sous-famille des Sciloideae (jacinthes) et autres bulbes (Southey, 1993). Les symptômes sur les bulbes sont les mêmes que chez Narcissus spp. mais, en général, aucune boursouflure distincte n'est visible sur les feuilles. Le feuillage peut présenter des stries jaune pâle, des déformations et, souvent, un léger gonflement. Les bulbes des autres liliacées présentent habituellement les mêmes symptômes que ceux des jacinthes. Les symptômes de l'infestation sur Amarylliaceae sont identiques à ceux que l'on observe chez Narcissus spp.; par exemple, Galanthus spp. et Nerine spp. présentent des boursouflures sur les feuilles et des anneaux concentriques bruns dans les bulbes. Beta vulgaris et Daucus carota (Cooke, 1993). Le mode d'alimentation de D. dipsaci entraîne la mort du bourgeon central des plants de semis (aboutissant à la formation de multiples collets); les cotylédons et les feuilles peuvent se tordre, gonfler et se déformer; et des gales peuvent se développer sur les feuilles ou les pétioles des plants un peu plus âgés. Plus tard dans la saison, l'alimentation de l'organisme nuisible aux dépens des collets peut provoquer une pourriture connue sous le nom de pourriture du collet. Celle-ci apparaît en premier lieu sous la forme de pustules grisâtres surélevées, généralement parmi les cicatrices foliaires. La pourriture se développe ensuite vers l'extérieur et vers le bas et s'étend sur le dos de la racine de carotte, si bien que le collet se détache quand il est tiré. Chez D. carota, il peut exister d'autres symptômes tels que des feuilles étalées et une coloration anormale du sommet de la racine principale. Les symptômes se manifestent principalement sur la racine et la tige de la plante, de 2 à 4 cm au-dessus et en dessous de la surface du sol. Une infestation importante entraîne la mort des feuilles et la pourriture du collet, notamment en automne (figure 7). Phlox paniculata et autres végétaux ornementaux (Southey, 1993). Sur phlox, les pousses infestées présentent des tiges épaissies et cassantes typiques et des entre-nœuds raccourcis qui ont tendance à se fendre. Une caractéristique unique, propre à cet hôte, est le gaufrage et la réduction du limbe des feuilles supérieures, dont les plus hautes peuvent se réduire à de minces filaments. Parmi les exemples de végétaux signalés comme étant des hôtes qui présentent des malformations pendant la croissance, un gonflement et divers autres symptômes caractéristiques, on trouve les espèces et cultivars suivants: Anémone, Calceolaria, Cheiranthus, Gypsophila, Helenium, Heuchera, Lychnis, Lysimachia et Penstemon (Roberts, 1981). Edwards (1937) a fait état sur Primula spp. de symptômes tels que: développement chétif, malformation foliaire, pourriture et coulure (échec de la floraison). Les végétaux ligneux sont rarement attaqués, mais Hydrangea peut être infestée par D. dipsaci, qui provoque une déformation des pousses non ligneuses, un gonflement des pétioles et des nervures principales et un gaufrage prononcé des limbes. Les feuilles gaufrées constituent généralement le premier signe de l'infection. Une autre plante ligneuse, Yucca smaliana, présente une déformation des feuilles et des boursouflures semblables à des cloques.
Extraction à partir de bulbes ou d'ail Pour extraire les nématodes, les écailles infectées des bulbes (écailles internes essentiellement) ou les caïeux d'ail sont coupés en petits morceaux et sont placés dans un conteneur (par exemple, une boîte de Pétri) avec de l'eau du robinet à température ambiante. Pour l'obtention d'une suspension claire, les morceaux peuvent être déposés sur un support consistant en un tamis à mailles de 200 à 250 μm recouvert d'un papier filtre (technique de la boîte d'Oostenbrink). Après 1 heure au moins, on peut observer les nématodes avec une loupe binoculaire (au moins 40× de grossissement). 3.2.2 Extraction à partir de terre ou de matériel végétal La méthode de l'entonnoir de Baermann constitue une technique de référence en ce qui concerne l'extraction de nématodes à partir de terre ou de matériel végétal (bulbes, racines, épluchures de pomme de terre et semences). Un entonnoir est équipé à l'extrémité de son tube d'un tuyau en caoutchouc fermé par une pince de serrage à ressort ou à vis. L'entonnoir est placé sur un support et est rempli quasiment à ras bord d'eau du robinet. La terre ou le tissu végétal coupé en petits morceaux est placé dans une mousseline ou du papier absorbant, qui est ensuite replié pour enfermer le matériel puis est délicatement immergé dans l'eau de l'entonnoir. Les nématodes actifs passent à travers le tissu ou le papier et tombent au fond du tube de l'entonnoir. Après un délai de quelques heures, ou le lendemain, une petite quantité d'eau contenant les nématodes est relâchée et observée au microscope (Flegg et Hooper, 1970). Une variante de la technique consiste à remplacer l'entonnoir par une boîte. Les agrégats de terre sont émiettés et les cailloux et débris végétaux éliminés. La terre (50 ml) est répandue régulièrement sur un cercle de papier absorbant simple épaisseur, placé sur un tamis en plastique à larges mailles posé dans un conteneur en plastique. De l'eau est versée dans le conteneur jusqu'à ce que toute la terre soit humide mais non immergée. Le conteneur est recouvert d'un couvercle de grande boîte de Petri pour limiter l'évaporation de l'eau. Ce dispositif est laissé en place pendant au moins 24 heures, après quoi la terre est jetée et la suspension de nématodes est versée du conteneur dans une boîte pour être examinée à l'aide d'un microscope à dissection. La terre peut être remplacée par du tissu végétal finement haché (Kleynhans, 1997). La technique de brumisation de Seinhorst applicable aux bulbes et aux racines diffère de la méthode de l'entonnoir de Baermann dans la mesure où la sève des végétaux et les produits de la décomposition toxique sont lavés. Cette technique est à utiliser de préférence à la méthode de l'entonnoir de Baermann lorsque l'on examine des végétaux tels que Narcissus spp. Avec cette méthode, on place un entonnoir de Baermann ou une boîte d'Oostenbrink dans un brouillard ou une brume d'eau afin d'éviter le manque d'oxygène. Le brouillard est produit par des asperseurs qui diffusent de l'eau sur le matériel végétal ou en l'air afin que les gouttelettes retombent doucement sur le matériel végétal. Les nématodes vivants quittent le tissu végétal et sont entraînés dans l'entonnoir ou le filtre, où ils se déposent. Les nématodes sont recueillis une fois toutes les 24 à 48 heures dans un bécher en verre. Pour ce faire, on ouvre la pince de serrage à vis située en bas du tube de l'entonnoir ou en recueillant les spécimens sur un tamis à mailles de 20 à 25 µm. L'extraction peut se poursuivre pendant quatre semaines au maximum. Cette technique est décrite par Hooper (1986). Une autre méthode d'extraction de Ditylenchus spp. à partir de matériel végétal a été adaptée d'une description d'Oliveira et al. (2013). Le matériel végétal est coupé en morceaux de 1 cm qui sont déposés dans des récipients de 500 ml remplis d'eau du robinet. Deux trous sont percés dans les couvercles de ces récipients, l'un qui communique avec le tube d'une pompe pour aquarium et l'autre qui tient lieu d'évent. Pendant 72 heures, le matériel est aéré en permanence par la pompe. La suspension obtenue est versée sur un tamis à mailles de 1 000 µm pour permettre l'élimination des débris végétaux, puis un tamis à mailles de 38 µm pour permettre l'extraction des nématodes de la suspension. Cette méthode, qui assure l'aération de la suspension, évite le pourrissement du matériel végétal, de sorte que la prolifération des agents bactériens et fongiques qui en sont responsables est très réduite et un grand nombre de nématodes restent vivants. L'agitation produite par l'aération de la suspension contenant le matériel végétal permet de déloger davantage de nématodes du tissu racinaire et favorise une estimation nettement plus précise du degré d'infestation. Les nématodes peuvent aussi être extraits à partir de matériel végétal par la méthode de Coolen et D'Herde (1972). Le matériel végétal est lavé, coupé en morceaux de 0,5 cm environ, et des portions de 5 g sont mises à macérer dans 50 ml d'eau du robinet à l'intérieur d'un mélangeur ménager réglé à la vitesse minimale pendant 1 minute. L'inconvénient de cette méthode est que les grands spécimens de nématodes, notamment les spécimens adultes de D. dipsaci, peuvent être coupés en morceaux dans le mélangeur. La suspension de nématodes et de fragments de tissu est filtrée sur un tamis à mailles de 750 µm placé au-dessus d'un tamis à mailles de 45 µm. Le résidu sur le tamis à mailles de 45 µm est recueilli et placé dans deux tubes de 50 ml pour centrifugeuse. Une quantité approximative de 1 ml de kaolin est ajoutée dans chaque tube, le mélange est soigneusement agité puis centrifugé à 3 000 tours/minute pendant 5 minutes. Le surnageant est décanté et une solution de sucrose (de densité 1,13 g/cm3 ) est ajoutée dans les tubes. Le mélange est soigneusement agité puis centrifugé à 1 750 tours/minute pendant 1 minute. Le surnageant est filtré sur un tamis à mailles de 45 µm, le résidu est recueilli et les nématodes sont examinés. L'analyse de légumes secs et autres légumineuses aux fins de la détection de D. dipsaci est une procédure en deux étapes, à savoir: 1) le trempage d'une certaine quantité de semences dans de l'eau aérée, pendant toute une nuit, et 2) l'extraction à partir d'une portion de semences ayant subi le trempage, par brumisation pendant trois jours. La présence de nématodes dans l'eau de trempage et dans l'extrait de brouillard est déterminée au moyen d'un tamisage des fractions aqueuses provenant de chacune des deux étapes, suivi d'une observation microscopique pour identification. Le processus demande environ sept jours, mais il peut être ramené à trois jours si l'on élimine la deuxième étape (c'est-à-dire l'extraction par brumisation). La procédure modifiée consiste à faire tremper les légumes secs toute une nuit dans de l'eau aérée, puis à procéder à un tamisage et à une observation microscopique pour identification. Pour extraire des nématodes à partir de terre, la méthode ci-après peut être utilisée (d'après Kleynhans, 1997). La terre (250 ml) est filtrée sur un tamis à larges mailles (2 mm) posé sur un seau de 5 litres. De l'eau du robinet est ajoutée pour obtenir un volume de 5 litres. La suspension est brassée, puis laissée à reposer 30 secondes avant d'être filtrée sur un tamis à mailles de 45 µm. La procédure est répétée deux fois avec le sol contenu dans le seau, mais le temps de repos est ramené à 20 secondes puis à 10 secondes. Le résidu déposé sur le tamis à mailles de 45 µm est transféré dans des tubes de 50 ml pour centrifugeuse. Si la solution dans les tubes est très sableuse, on peut y ajouter 5 ml de kaolin (et mélanger soigneusement) pour favoriser le dépôt des nématodes. Les tubes sont centrifugés à 1 750 tours/minute pendant 7 minutes. Le surnageant est décanté dans chaque tube puis jeté. Une solution de sucre (450 g/litre d'eau) est versée dans les tubes et le mélange de sucre et de terre est soigneusement secoué avant d'être centrifugé encore une fois à 1 750 tours/minute pendant 3 minutes. Le surnageant est filtré sur un tamis à mailles de 45 µm et le résidu qui contient les nématodes est recueilli dans un bécher pour examen. Il s'agit d'une technique élémentaire et, en fonction de la compétence du technicien et du type de sol, jusqu'à 40 pour cent des nématodes peuvent être perdus. Les autres méthodes susceptibles d'être employées pour extraire des nématodes à partir de terre sont la technique de Cobb modifiée par Flegg et la méthode de l'élutriateur d'Oostenbrink (OEPP, 2013c). Hooper et al. (2005) décrivent différentes méthodes d'extraction qui sont adaptées à la taille, à la densité et à la mobilité des nématodes. 4. Identification L'identification morphologique de Ditylenchus spp. s'applique seulement aux spécimens adultes et repose de préférence sur l'examen, à la fois de mâles et de femelles d'une espèce de nématode donnée, avec un microscope à fort grossissement. Des lames bien montées devraient permettre d'identifier avec certitude les spécimens adultes de D. dipsaci et de D. destructor, par simple examen morphologique. L'identification morphologique de larves de Ditylenchus dans un échantillon ne devrait être utilisée que pour confirmer la présence de l'espèce dans l'échantillon. Étant donné que des Ditylenchus spp. mycophages contaminent fréquemment le matériel végétal en putréfaction, il faut être attentif à ce risque d'erreur lors de l'identification des spécimens, que ce soit dans les échantillons végétaux ou dans les échantillons de terre. 4.1 Identification morphologique L'identification de D. dipsaci et de D. destructor devrait de préférence être fondée sur des méthodes morphologiques. Les méthodes moléculaires mises au point pour identifier ces espèces peuvent être utilisées lorsque le niveau d'infestation est faible ou lorsque seules des larves sont présentes. Les méthodes moléculaires peuvent être appliquées à des adultes endommagés ou atypiques, ainsi qu'à tous les stades de développement, notamment les stades larvaires, qui ne se prêtent pas à une identification morphologique. 4.1.1 Préparation des spécimens Les montages temporaires permettant, soit une identification rapide, soit une étude des caractéristiques plus faciles à observer chez des spécimens non fixés, sont préparés comme suit (Kleynhans, 1997): - Des spécimens vivants sont transférés dans une petite goutte d'eau sur une lame en verre. - La lame est brièvement chauffée sur une lampe à alcool, en même temps que l'on contrôle fréquemment l'activité des nématodes. Le chauffage devrait cesser dès que les spécimens cessent de se mouvoir. - Une lamelle est appliquée et scellée au moyen de la pose d'un vernis à ongles sur le contour. Quand le vernis est sec, la lame portant les spécimens est prête à être examinée. Pour la microscopie optique, les nématodes vivants sont extraits de la terre ou du matériel végétal, tués par une chaleur modérée (65–70 °C), fixés dans de l'alcool formolé acétique (fixateur AFA) (35% d'eau distillée, 10% de formol à 40%, 5% d'acide acétique glacial, 50% d'alcool à 95%) (Andrássy, 1984), transférés dans du glycérol (Hooper et al., 2005) et montés dans de la glycérine anhydre entre deux lamelles couvre-objet selon la description de Seinhorst (1959) et Goodey (1963). Lorsque l'identification est faite au moyen de la microscopie optique, un grossissement de 500× à 1 000× (objectif à immersion dans l'huile) associé à une microscopie à contraste d'interférence différentielle est recommandé.
Classification :