Ditylenchus dipsaci – le nématode des tiges et des bulbes

 Introduction description

Le nématode des tiges et des bulbes sévit en Europe sur de nombreux végétaux. Ils s’attaquent à plus de 400 000 espèces de plantes. En horticulture ornementale, on l’observe plus particulièrement sur : l’anémone, l’aralia, l’asparagus, le bégonia, le freesia, le glaïeul, l’ris, la tulipe, l’œillet, le chrysanthème, l’hortensia, le cyclamen, le lilas, le muguet, la pivoine, les giroflées, etc.… sont fréquemment attaquées par ce ravageur.

On doit signaler l’existence de plusieurs races biologiques due à une spécialisation parasitaire. Ces dernières ne sévissent que sur certaines espèces végétales.

L’adulte, filiforme et incolore, mesure 1 mm de longueur ; les stades larvaires de 0,5 à 0,9 mm et les œufs 0,1 mm en moyenne.

Biologie dégâts :

Ce ravageur (Ditylenchus dipsaci) hiverne dans le sol, les résidus de culture, les plants et organes atteints (pieds-mères, caïeux, rhizomes, tubercules …). Il peut se maintenir sur certaines mauvaises herbes comme le Chénopode, le Pâturin annuel, le séneçon vulgaire… Il pénètre par les stomates et se développe dans les espaces intercellulaires des parenchymes. Il se nourrit en absorbant le cytoplasme des cellules à l’aide de son stylet.

Après fécondation, la femelle pond plusieurs centaines d’œufs dans les tissus. L’éclosion réalisée, les larves muent quatre fois avant d’atteindre le stade adulte. Le cycle peut être bouclé en 18 à 20 jours, pour une température comprise en + 20°C et + 24°C, mais il atteint plus d’un mois à une température de + 15°C. D’autres facteurs influent sur la vitesse de développement, comme en particulier l’humidité. Lorsque des conditions défavorables surviennent (sècheresse, froid), ce nématode se met en vie ralentie (anabiose). Il peur rester sous cette forme pendant plusieurs années (5 à 7 ans).

La dissémination est assurée par les boutures prises sur des pieds-mères atteints (Hortensia, par exemple), par l’utilisation de bulbes, tubercules, caïeux contaminés, ainsi que les particules terreuses adhérant aux outils, aux chaussures.

Les dégâts présentent une grande diversité. Néanmoins, on peut distinguer :

1. – Les réductions de croissance qui se manifestent par des entre-nœuds plus courts.
2. Des modifications de la coloration des feuilles et des fleurs.

Elles s’observent :

• Sur des feuilles d’hortensia ; on note un jaunissement, puis un brunissement du limbe, suivi d’une nécrose. Une courbure, puis un épaississement apparaissent sur la nervure principale, entraînant un froissement de la feuille.
• Sur Aster, le jaunissement est en général limité par les nervures.
• Sur les fleurs de tulipe, on remarque un changement de couleur associé à une asymétrie.

3. – Des altérations des organes et des tissus. Ces derniers présentent un gonflement et sont d’apparence spongieuse. En coupe transversale, les bulbes (narcisses et jacinthes) laissent apparaître des anneaux concentriques noirs dus à une pourriture de certaines écailles. Le limbe de quelques espèces (tulipe, narcisse) se couvre de pustules jaunes puis brunes. En règle générale, on remarque une déformation du feuillage.

1. – Méthodes culturales.

• Observer une alternance des cultures.
• Sélectionner des pieds-mères sains.
• Détruire les adventices.
• Ramasser et brûler les débris de culture.

2. – Méthodes physiques.

• Tremper les bulbes de Jacinthes ou les rhizomes d’Iris dans un bain d’eau chaude à + 43,5°C pendant deux heures. Il est parfois nécessaire de faire suivre cette opération par un pré-trempage à une température plus modérée.
• Désinfecter le sol à la chaleur.
• Mettre en place, aux entrées des « chapelles » des serres des bacs remplis d’un liquide désinfectant (formol, eau de javel diluée) pour détruire les nématodes adhérent avec de la terre aux chaussures.

Informations relatives à l'organisme nuisible Les espèces appartenant au vaste genre Ditylenchus, sont réparties dans le monde entier et sont, pour la plupart, mycétophages. Cependant, le genre compte aussi un petit nombre d'espèces considérées comme des organismes nuisibles très importants de certains végétaux supérieurs. Il convient de signaler que certains végétaux (par exemple, la betterave, la luzerne et le trèfle) sont attaqués par Ditylenchus dipsaci et par Ditylenchus destructor, mais qu'il est rare que les deux espèces soient présentes simultanément sur un même végétal.  Ditylenchus dipsaci D. dipsaci, ou nématode des tiges, attaque plus de 1 200 espèces végétales sauvages ou cultivées. Un grand nombre d'adventices et de graminées comptent parmi les hôtes du nématode et sont susceptibles de jouer un rôle important dans sa survie en l'absence de végétaux cultivés. Les analyses morphologiques, biochimiques, moléculaires et caryologiques de différentes populations et races de D. dipsaci ont fait apparaître qu'il s'agissait d'un complexe comprenant au moins 30 «races d'hôtes», ayant chacune une gamme d'hôtes limitée a scindé ce complexe en deux groupes. Le premier rassemble les populations diploïdes caractérisées par leur taille «normale», qui est nommées D. dipsaci et il comprend la plupart des populations signalées jusqu'à aujourd'hui. Le deuxième groupe rassemble les polyploïdes et comprend actuellement Ditylenchus, (D. dipsaci dit «race géante» qui parasite Vicia faba (fève));  (qui parasite Cirsium arvense (cirse des champs)); et trois Ditylenchus spp. non décrites appelées D, E et F, associées à des espèces végétales des Fabaceae, des Asteraceae et des Plantaginaceae, respectivement. Sur l'ensemble de ces espèces, seules D. dipsaci s.s. et la variante morphologiquement plus grande D. gigas sont des organismes nuisibles des végétaux d'importance économique.

Tous les ans, au mois de juin juillet, on recense quelques rares parcelles de féverole présentant des attaques de nématodes. Ditylenchus dipsaci, communément appelé nématode des tiges, est le seul nématode migrant endoparasite qui attaque les parties aériennes de la plante (tige, feuilles, gousses et graines). Ditylenchus dipsaci est un complexe de sept espèces dont Ditylenchus dipsaci sensu stricto* et sa variante de taille supérieure Ditylenchus gigas (ou D. sp. B,) sont les seuls parasites de poids économique importants. D. dipsaci sensu stricto possède un large spectre d’hôtes (plus de 400 plantes incluant la féverole, la pomme de terre, la betterave, la luzerne, etc.) alors que D. gigas a un spectre plus limité, n’affectant que la culture de la féverole ce qui en fait l’un des plus sérieux parasites de féveroles dans beaucoup de pays. Il trouve également refuge dans certains adventices comme le lamier pourpre et blanc, la renoncule des champs, le liseron des champs et la folle avoine. Le seul moyen actuel pour limiter l’extension de ce parasite est de ne pas semer de graines infestées. D’où l’importance de savoir repérer une attaque de nématodes dans une parcelle.

Les mâles et les femelles sont vermiformes à tous les stades. Il s’agit de vers minces et transparents. Les adultes de Ditylenchus dipsaci gigas mesurent de 1,3 à 2,3 mm de long. Les nématodes déposent leurs œufs dans les tissus de la plante et les larves apparaissent 3-4 semaines après en conditions favorables. La population augmente considérablement pendant l’été jusqu’à la sénescence de la plante. Origine des attaques : Le nématode peut à la fois être véhiculé par la graine ou présent dans le sol. L’attaque observée sous forme de petites zones circulaires qui s’agrandissent avec le temps ou de pieds isolés indiquent que la graine est responsable de la dissémination, alors que si la maladie apparaît en zones plus ou moins vastes -souvent allongées dans le sens du labour l’infestation provient du sol. Des conditions fraîches (températures de 15 à 20°) et humides (pluie, brouillard, rosée et irrigation) favorisent l’invasion des jeunes tissus végétaux par ce nématode. Un film d’eau est nécessaire au déplacement des nématodes et à leur pénétration dans une plante (larves et adultes). Celle-ci se fait par la base des tiges (premières lésions). Le stade sensible de la féverole est de 4-8 feuilles à la floraison. Persistance et dissémination : Bien que les densités dans le sol semblent diminuer fortement avec le temps, ce nématode peut persister de nombreuses années en l’absence de plantes-hôtes (jusqu’à dix ans de survie) sous forme de larve dans les graines, la plante ou le sol. La survie des nématodes et les dégâts sont plus élevés dans des sols lourds et les sols crayeux que dans les sols sableux. D. dipsaci peut également persister dans des adventices. Les eaux d’irrigation et le travail du sol avec outils et des machines contaminées sont d’autres sources de dissémination de l’inoculum. Les symptômes : Ditylenchus gigas provoque les symptômes les plus graves sur fève et féverole en comparaison à D. dipsaci sensu stricto. Le gonflement en serait le symptôme typique. De manière générale, sur plantes, D. dipsaci provoque des gonflements et des déformations des tissus caulinaires ou bien des lésions qui virent au marron rougeâtre puis noir. Les plantes sont ainsi chétives (croissance terminale stoppée), tordues et épaissies. D’autres symptômes peuvent survenir (virement et éclatement des gousses, nécrose des pétioles et feuilles). Les semences infestées sont plus sombres, plus petites et peuvent avoir des petites tâches répandues sur toute leur surface. En cas de forte attaque il y a un noircissement et éclatement des téguments de la semence ; la graine est plus petite et mal formée. Parfois les nématodes réunis en amas cotonneux sont visibles à l’œil nu sur les cotylédons. Un symptôme typique de forte attaque sur semence de féverole infestée est la craquelure de l’épiderme en forme d’étoile et l’éclatement des téguments. Les plantes issues de graines infectées meurent prématurément et répandent l’infection aux plantes voisines. En général les dégâts ne sont visibles qu’à partir de la floraison de la féverole et plus nettement en juin juillet, bien que des symptômes puissent apparaître plus tôt si la croissance est lente. Le nématode quitte la plante lorsque les tissus se nécrosent. Ne pas semer de graines infestées : Les infestations liées à la graine peuvent ne pas avoir d’impact sur la plante la première année, mais les plantes suivantes seront plus affectées par les infestations du sol (perte de rendement jusqu’à 70%). Ainsi les graines infestées ne doivent pas être utilisées en semences. La détermination de la race est essentielle pour un programme de rotation efficace.

Conseil à retenir : Afin de limiter la nuisibilité des nématodes il importe donc d’être exigeant sur la qualité sanitaire des semences et d’établir ensuite un diagnostic sûr lorsque le rendement ne correspond pas aux potentialités réelles de fertilité. Symptôme de gonflement de la tige Symptômes de la race géante sur graine de féverole Contacts techniques régionaux Symptômes caractéristiques sur cotylédons.

Détection D. dipsaci et D. destructor provoquent tous les deux les symptômes identiques ci-après qui permettent leur détection: gonflement, déformation, coloration anormale et développement chétif des parties aériennes des végétaux et nécrose ou pourriture des bulbes et des tubercules (Thorne, 1945). Ditylenchus dipsaci D. dipsaci illustre le principe de l'adaptation parasitaire par son aptitude à envahir le parenchyme solide en provoquant une lyse enzymatique de la couche pectique, ou lamelle moyenne, séparant deux parois cellulaires adjacentes, ce qui aboutit à la séparation et à l'arrondissement des cellules. Ce phénomène explique l'aspect luisant typique ou la texture farineuse des tissus infestés, qui rappelle la chair d'une pomme trop mûre (Southey, 1993). Selon Vovlas et al. (2011), l'infestation de V. faba par D. gigas (nématode géant des tiges et des bulbes) entraîne le gonflement et la déformation des tissus caulinaires, ou bien des lésions qui virent au brun rougeâtre puis au noir. Dans les cas d'infestations graves, les semences sont sombres, déformées et plus petites que les semences saines et elles présentent des petites taches en surface. Les hôtes autres que V. faba sont Lamium purpureum, Lamium album, Lamium amplexicaule, Ranunculus arvensis, Convolvulus arvensis et Avena sterilis.

Selon Sturhan et Brzeski (1991), les principaux végétaux hôtes de D. dipsaci appartiennent aux familles énumérées ci-après. Gramineae: Avena sativa (avoine), Secale cereale (seigle), Zea mays (maïs), Triticum aestivum (blé); Liliaceae: A. cepa, A. sativum, Tulipa spp.; Leguminosae: M. sativa, Vicia spp., Pisum sativum, Trifolium spp.; Solanaceae: S. tuberosum, Nicotiana spp.; Cruciferae: Brassica campestris; et Amaryllidaceae: Narcissus spp. Parmi les autres hôtes, on trouve D. carota, Fragaria spp. (Fraise), B. vulgaris, H. orientalis, Allium ampeloprason (poireau), Phlox drummondii, Phlox paniculata, Dianthus spp. (œillet), Apium graveolens (céleri), Hydrangea spp., Lens culinaris (lentille), Brassica napus (colza), Petroselinum crispum et Helianthus annuus (tournesol). Au cours d'une même saison, diverses générations de D. dipsaci peuvent se succéder sur un végétal hôte. En cas de mort des parties infectées, du fait des dommages provoqués par l'organisme nuisible, les nématodes abandonnent le végétal hôte avant que celui-ci ne dépérisse complètement. En l'absence de végétaux hôtes, les nématodes peuvent pénétrer dans des végétaux non hôtes et s'y nourrir pendant un certain temps, mais ne peuvent pas s'y reproduire (Andrássy et Farkas, 1988). Les symptômes les plus fréquents de l'infestation par D. dipsaci sont des plants chétifs et chlorosés; des tiges, des pétioles et des fleurs épaissis, étiolés, porteurs de gales et déformés; et, dans les bulbes et les rhizomes, des lésions nécrotiques et une pourriture apparaissant souvent sous la forme d'anneaux bruns quand les bulbes sont tranchés. D. dipsaci peut aussi infester les semences, par exemple de Phaseolus vulgaris (haricot mange-tout, haricot commun ou haricot vert), V. faba, Allium spp. et M. sativa. En général, les semences de petite taille ne présentent pas de symptômes d'infestation mais les semences plus volumineuses peuvent avoir une peau rétractée parsemée de taches de coloration anormale. 3.1.1.1 Symptômes caractéristiques sur Gramineae Avena sativa et Secale cereale (McDonald et Nicol, 2005). Les feuilles se déforment, les tiges s'épaississent, les talles sont produites en nombre anormal et la plante est petite, buissonnante et chétive. S'agissant des cultures de S. cereale, D. dipsaci est présent essentiellement dans les sols légers et pauvres en humus et, naturellement, dans les zones où le seigle est produit régulièrement. Les premiers signes d'infestation peuvent être observés dès la fin de l'automne, mais ils sont plus visibles au printemps. La présence dans le champ de seigle de plusieurs plaques de plantes moins développées que les autres signale les dégâts provoqués par l'organisme nuisible. Étant donné que les plants d'A. sativa infestés poussent plus lentement, leur couleur verte ressort dans le champ qui blondit. Lorsqu'il est infesté, T. aestivum présente les mêmes symptômes que les autres céréales, et il est attaqué par D. dipsaci seulement en Europe centrale et orientale (Rivoal et Cook, 1993). Zea mays est un hôte peu apprécié de D. dipsaci mais l'invasion des tissus caulinaires des jeunes plants provoque une nécrose de ces tissus et entraîne la mort des plants de maïs ou leur chute avant la récolte (Rivoal et Cook, 1993). Les feuilles des plants infestés sont craquantes et enroulées comme un tire-bouchon. Les entre-nœuds sont raccourcis, la base des tiges devient creuse, et les plants les plus développés se cassent et versent. 3.1.1.2 Symptômes caractéristiques sur Liliaceae Allium cepa, Allium sativum et Allium cepa var. aggregatum (échalote). Chez la plupart des Allium spp., une conséquence caractéristique de l'infestation de D. dipsaci est la déformation des feuilles et des bulbes (figures 2, 3 et 4). La base des jeunes plants enfle et les feuilles se déforment. Les bulbes infectés plus âgés présentent un gonflement des écailles et des fissures ouvertes qui apparaissent souvent sur le plateau racinaire du bulbe (Potter et Olthof, 1993). A. cepa attaqué par D. dipsaci prend un aspect givré dû à la dissolution des cellules par le nématode lorsque celui-ci se nourrit (Ferris et Ferris, 1998). Les bulbes infestés tendent à pourrir facilement pendant l'entreposage (Bridge et Hunt, 1986). Les écailles internes du bulbe sont généralement plus fortement attaquées que les écailles externes. Au fur et à mesure que la saison avance, le bulbe devient plus mou et, en coupe transversale, présente un brunissement des écailles en cercles concentriques. En revanche, D. dipsaci ne produit pas de déformation des feuilles ou de gonflement chez A. sativum, mais provoque le jaunissement et la mort des feuilles (Netscher et Sikora, 1990). Mollov et al. (2012) ont signalé pour la première fois D. dipsaci chez A. sativum au Minnesota, aux États-Unis. Les symptômes sur la partie aérienne des végétaux étaient le développement chétif et la chlorose et, sur les bulbes, la nécrose, un développement insuffisant et une déformation. Sur Allium spp., les feuilles peuvent présenter de petites protubérances («spickels») (c'est-à-dire des boursouflures semblables à des cloques sur la surface foliaire). Aucun symptôme n'est observé sur les semences d'Allium infesté. Tulipa spp. (Southey, 1993). Les symptômes d'une attaque de D. dipsaci sur tulipe, qu'il s'agisse de la plante en croissance ou du bulbe, sont très différents des symptômes observés sur Narcissus spp. En plein champ, c'est à la floraison que l'infestation est la plus facile à détecter. Le premier signe est l'apparition d'une lésion pâle ou violacée sur un côté de la tige, immédiatement au-dessous de la fleur, qui s'incline en direction de la lésion. La lésion grandit, l'épiderme se fond– révélant en-dessous le tissu relâché typique – et les dégâts s'étendent vers le bas et souvent vers le haut jusque sur les pétales. Quand les attaques sont graves, ces lésions se développent vers le bas des tiges à partir des aisselles des feuilles et peuvent provoquer des déformations pendant la croissance. Les infestations commencent à la base des nouveaux bulbes, qui se développent comme des bourgeons latéraux à la

base des anciennes tiges. L'infection est visible et sensible lorsque l'on enlève les écailles brunes externes, car les écailles charnues externes présentent des taches molles grises ou brunes. Les bulbes infectés ne présentent pas d'anneaux bruns comme le font les bulbes de narcisse et de jacinthe. 3.1.1.3 Symptômes caractéristiques sur Leguminosae Medicago sativa. D. dipsaci est le plus important nématode nuisible de M. sativa. Les sols lourds et les périodes de fortes pluies ou les zones irriguées par asperseurs sont propices aux infestations. La présence de plants blancs («White flagging») due à l'appauvrissement en chlorophylle foliaire est souvent une caractéristique des cultures infestées dans des conditions d'humidité excessive (Griffin, 1985). Dans les champs infestés, on observe fréquemment des plaques irrégulières où les plants sont clairsemés. Les symptômes typiques de l'attaque du nématode sont le gonflement basal, le rabougrissement et la torsion des tiges et des feuilles, le raccourcissement des entre-nœuds et la formation de nombreux bourgeons axillaires entraînant un tallage anormal, qui donne à la plante un aspect buissonnant (McDonald et Nicol, 2005). Parfois, les plants infestés ne se développent pas suffisamment pour permettre la production de foin (Ferris et Ferris, 1998) et, souvent, ne parviennent pas à produire de fleurs (McDonald et Nicol, 2005). D. dipsaci prédispose la luzerne aux attaques de Phytophtora megasperma. Les dégâts provoqués par D. dipsaci sont aggravés par l'invasion d'autres nématodes saprophages (espèces Rhabditis, Cephalobus et Panagrolaimus) sur les végétaux malades et cassés, ce qui accélère aussi la mort de ces derniers (Andrássy et Farkas 1988). Aucun symptôme n'est observé sur les semences de Medicago infesté. Trifolium spp. (Cook et Yeates, 1993). Les symptômes sont très semblables à ceux de M. sativa qui viennent d'être décrits, sauf en ce qui concerne le trèfle rouge et le trèfle blanc. L'organisme nuisible envahit le trèfle rouge plus particulièrement par temps pluvieux et frais. De vastes plaques rondes de végétaux malades apparaissent dans le champ; les végétaux sont plus touchés par la maladie à l'intérieur de la plaque, et sont fréquemment flétris en son centre. Les bases des végétaux sont gonflées comme des bulbes et les feuilles sont craquantes, racornies et parcourues de nervures visiblement épaisses. Au moment de l'initiation florale, les futurs bourgeons floraux sont gonflés comme des gales et une gale florale peut contenir à elle seule 5 000 nématodes (Courtney, 1962). Les tiges de trèfle blanc infectées par D. dipsaci sont courtes et gonflées, les bourgeons sont en touffes et les parties infestées brunissent en été ou en automne. Les feuilles sont plus étroites que d'habitude mais leurs pétioles sont plus épais et plus courts. Les bourgeons floraux sont gonflés à la base (Andrássy et Farkas, 1988). 3.1.1.4 Symptômes caractéristiques sur Solanaceae Solanum tuberosum. D. dipsaci produit une pourriture en forme d'entonnoir qui pénètre plus profondément dans le tubercule que la pourriture superficielle provoquée par D. destructor. Les tiges et les feuilles sont envahies par le nématode, ce qui entraîne le développement chétif typique du plant, associé à une importante déformation des tiges et des pétioles (Evans et Trudgill, 1992). Nicotiana spp. (Johnson, 1998). Les larves infectieuses (quatrième stade) pénètrent dans les feuilles et les tiges des jeunes plants de tabac par temps humide et provoquent la formation de petits renflements jaunes (gales) qui peuvent se répandre jusqu'à 40 cm, voire davantage, au-dessus du sol. Au fur et à mesure que les gales se multiplient, les tissus végétaux commencent à mourir prématurément. Les feuilles des étages inférieurs peuvent tomber et celles des étages supérieurs jaunir. Les gales finissent par pourrir, arrêtant la croissance des plants infectés. Enfin, notamment par temps frais et humide et sur des sols lourds, les tiges malades se rompent et les végétaux versent. 3.1.1.5 Symptômes caractéristiques sur Cruciferae Les plants matures de B. campestris attaqués par D. dipsaci peuvent développer une grave pourriture du collet.

Symptômes caractéristiques sur Amarilidaceae Narcissus spp. (Southey, 1993). Les symptômes typiques sont des boursouflures jaune pâle semblables à des cloques (spickels) sur les feuilles, et des anneaux concentriques bruns qui peuvent être observés sur les coupes transversales des bulbes (figures 5 et 6). Quand les bulbes sont coupés en longueur, on peut constater que la nécrose a commencé à leur sommet et s'est diffusée vers le bas. Les gonflements sont particulièrement apparents avant la floraison, quand les feuilles sont en plein développement. En cas d'attaque modérée, il est plus facile de sentir les gonflements entre le pouce et l'index que de les voir. Dans les bulbes secs peu touchés par l'attaque de D. dipsaci, on peut détecter l'infection en tranchant le bulbe juste en-dessous de son sommet. Un examen attentif lors des premiers stades de l'infestation révèle la présence de zones spongieuses brillantes, où les cellules ont été dissociées. Une nécrose brune ne tarde pas à prendre la suite. 3.1.1.7 Symptômes caractéristiques sur d'autres hôtes Fragaria spp. D. dipsaci est la seule espèce de Ditylenchus considérée comme un agent pathogène du fraisier (Brown et al., 1993). Les dégâts qui apparaissent sont des feuilles petites et déformées et des pétioles courts, épais et tordus. Famille des Asparagacae, sous-famille des Sciloideae (jacinthes) et autres bulbes (Southey, 1993). Les symptômes sur les bulbes sont les mêmes que chez Narcissus spp. mais, en général, aucune boursouflure distincte n'est visible sur les feuilles. Le feuillage peut présenter des stries jaune pâle, des déformations et, souvent, un léger gonflement. Les bulbes des autres liliacées présentent habituellement les mêmes symptômes que ceux des jacinthes. Les symptômes de l'infestation sur Amarylliaceae sont identiques à ceux que l'on observe chez Narcissus spp.; par exemple, Galanthus spp. et Nerine spp. présentent des boursouflures sur les feuilles et des anneaux concentriques bruns dans les bulbes. Beta vulgaris et Daucus carota (Cooke, 1993). Le mode d'alimentation de D. dipsaci entraîne la mort du bourgeon central des plants de semis (aboutissant à la formation de multiples collets); les cotylédons et les feuilles peuvent se tordre, gonfler et se déformer; et des gales peuvent se développer sur les feuilles ou les pétioles des plants un peu plus âgés. Plus tard dans la saison, l'alimentation de l'organisme nuisible aux dépens des collets peut provoquer une pourriture connue sous le nom de pourriture du collet. Celle-ci apparaît en premier lieu sous la forme de pustules grisâtres surélevées, généralement parmi les cicatrices foliaires. La pourriture se développe ensuite vers l'extérieur et vers le bas et s'étend sur le dos de la racine de carotte, si bien que le collet se détache quand il est tiré. Chez D. carota, il peut exister d'autres symptômes tels que des feuilles étalées et une coloration anormale du sommet de la racine principale. Les symptômes se manifestent principalement sur la racine et la tige de la plante, de 2 à 4 cm au-dessus et en dessous de la surface du sol. Une infestation importante entraîne la mort des feuilles et la pourriture du collet, notamment en automne (figure 7). Phlox paniculata et autres végétaux ornementaux (Southey, 1993). Sur phlox, les pousses infestées présentent des tiges épaissies et cassantes typiques et des entre-nœuds raccourcis qui ont tendance à se fendre. Une caractéristique unique, propre à cet hôte, est le gaufrage et la réduction du limbe des feuilles supérieures, dont les plus hautes peuvent se réduire à de minces filaments. Parmi les exemples de végétaux signalés comme étant des hôtes qui présentent des malformations pendant la croissance, un gonflement et divers autres symptômes caractéristiques, on trouve les espèces et cultivars suivants: Anémone, Calceolaria, Cheiranthus, Gypsophila, Helenium, Heuchera, Lychnis, Lysimachia et Penstemon (Roberts, 1981). Edwards (1937) a fait état sur Primula spp. de symptômes tels que: développement chétif, malformation foliaire, pourriture et coulure (échec de la floraison). Les végétaux ligneux sont rarement attaqués, mais Hydrangea peut être infestée par D. dipsaci, qui provoque une déformation des pousses non ligneuses, un gonflement des pétioles et des nervures principales et un gaufrage prononcé des limbes. Les feuilles gaufrées constituent généralement le premier signe de l'infection. Une autre plante ligneuse, Yucca smaliana, présente une déformation des feuilles et des boursouflures semblables à des cloques.

Extraction à partir de bulbes ou d'ail Pour extraire les nématodes, les écailles infectées des bulbes (écailles internes essentiellement) ou les caïeux d'ail sont coupés en petits morceaux et sont placés dans un conteneur (par exemple, une boîte de Pétri) avec de l'eau du robinet à température ambiante. Pour l'obtention d'une suspension claire, les morceaux peuvent être déposés sur un support consistant en un tamis à mailles de 200 à 250 μm recouvert d'un papier filtre (technique de la boîte d'Oostenbrink). Après 1 heure au moins, on peut observer les nématodes avec une loupe binoculaire (au moins 40× de grossissement). 3.2.2 Extraction à partir de terre ou de matériel végétal La méthode de l'entonnoir de Baermann constitue une technique de référence en ce qui concerne l'extraction de nématodes à partir de terre ou de matériel végétal (bulbes, racines, épluchures de pomme de terre et semences). Un entonnoir est équipé à l'extrémité de son tube d'un tuyau en caoutchouc fermé par une pince de serrage à ressort ou à vis. L'entonnoir est placé sur un support et est rempli quasiment à ras bord d'eau du robinet. La terre ou le tissu végétal coupé en petits morceaux est placé dans une mousseline ou du papier absorbant, qui est ensuite replié pour enfermer le matériel puis est délicatement immergé dans l'eau de l'entonnoir. Les nématodes actifs passent à travers le tissu ou le papier et tombent au fond du tube de l'entonnoir. Après un délai de quelques heures, ou le lendemain, une petite quantité d'eau contenant les nématodes est relâchée et observée au microscope (Flegg et Hooper, 1970). Une variante de la technique consiste à remplacer l'entonnoir par une boîte. Les agrégats de terre sont émiettés et les cailloux et débris végétaux éliminés. La terre (50 ml) est répandue régulièrement sur un cercle de papier absorbant simple épaisseur, placé sur un tamis en plastique à larges mailles posé dans un conteneur en plastique. De l'eau est versée dans le conteneur jusqu'à ce que toute la terre soit humide mais non immergée. Le conteneur est recouvert d'un couvercle de grande boîte de Petri pour limiter l'évaporation de l'eau. Ce dispositif est laissé en place pendant au moins 24 heures, après quoi la terre est jetée et la suspension de nématodes est versée du conteneur dans une boîte pour être examinée à l'aide d'un microscope à dissection. La terre peut être remplacée par du tissu végétal finement haché (Kleynhans, 1997). La technique de brumisation de Seinhorst applicable aux bulbes et aux racines diffère de la méthode de l'entonnoir de Baermann dans la mesure où la sève des végétaux et les produits de la décomposition toxique sont lavés. Cette technique est à utiliser de préférence à la méthode de l'entonnoir de Baermann lorsque l'on examine des végétaux tels que Narcissus spp. Avec cette méthode, on place un entonnoir de Baermann ou une boîte d'Oostenbrink dans un brouillard ou une brume d'eau afin d'éviter le manque d'oxygène. Le brouillard est produit par des asperseurs qui diffusent de l'eau sur le matériel végétal ou en l'air afin que les gouttelettes retombent doucement sur le matériel végétal. Les nématodes vivants quittent le tissu végétal et sont entraînés dans l'entonnoir ou le filtre, où ils se déposent. Les nématodes sont recueillis une fois toutes les 24 à 48 heures dans un bécher en verre. Pour ce faire, on ouvre la pince de serrage à vis située en bas du tube de l'entonnoir ou en recueillant les spécimens sur un tamis à mailles de 20 à 25 µm. L'extraction peut se poursuivre pendant quatre semaines au maximum. Cette technique est décrite par Hooper (1986). Une autre méthode d'extraction de Ditylenchus spp. à partir de matériel végétal a été adaptée d'une description d'Oliveira et al. (2013). Le matériel végétal est coupé en morceaux de 1 cm qui sont déposés dans des récipients de 500 ml remplis d'eau du robinet. Deux trous sont percés dans les couvercles de ces récipients, l'un qui communique avec le tube d'une pompe pour aquarium et l'autre qui tient lieu d'évent. Pendant 72 heures, le matériel est aéré en permanence par la pompe. La suspension obtenue est versée sur un tamis à mailles de 1 000 µm pour permettre l'élimination des débris végétaux, puis un tamis à mailles de 38 µm pour permettre l'extraction des nématodes de la suspension. Cette méthode, qui assure l'aération de la suspension, évite le pourrissement du matériel végétal, de sorte que la prolifération des agents bactériens et fongiques qui en sont responsables est très réduite et un grand nombre de nématodes restent vivants. L'agitation produite par l'aération de la suspension contenant le matériel végétal permet de déloger davantage de nématodes du tissu racinaire et favorise une estimation nettement plus précise du degré d'infestation. Les nématodes peuvent aussi être extraits à partir de matériel végétal par la méthode de Coolen et D'Herde (1972). Le matériel végétal est lavé, coupé en morceaux de 0,5 cm environ, et des portions de 5 g sont mises à macérer dans 50 ml d'eau du robinet à l'intérieur d'un mélangeur ménager réglé à la vitesse minimale pendant 1 minute. L'inconvénient de cette méthode est que les grands spécimens de nématodes, notamment les spécimens adultes de D. dipsaci, peuvent être coupés en morceaux dans le mélangeur. La suspension de nématodes et de fragments de tissu est filtrée sur un tamis à mailles de 750 µm placé au-dessus d'un tamis à mailles de 45 µm. Le résidu sur le tamis à mailles de 45 µm est recueilli et placé dans deux tubes de 50 ml pour centrifugeuse. Une quantité approximative de 1 ml de kaolin est ajoutée dans chaque tube, le mélange est soigneusement agité puis centrifugé à 3 000 tours/minute pendant 5 minutes. Le surnageant est décanté et une solution de sucrose (de densité 1,13 g/cm3 ) est ajoutée dans les tubes. Le mélange est soigneusement agité puis centrifugé à 1 750 tours/minute pendant 1 minute. Le surnageant est filtré sur un tamis à mailles de 45 µm, le résidu est recueilli et les nématodes sont examinés. L'analyse de légumes secs et autres légumineuses aux fins de la détection de D. dipsaci est une procédure en deux étapes, à savoir: 1) le trempage d'une certaine quantité de semences dans de l'eau aérée, pendant toute une nuit, et 2) l'extraction à partir d'une portion de semences ayant subi le trempage, par brumisation pendant trois jours. La présence de nématodes dans l'eau de trempage et dans l'extrait de brouillard est déterminée au moyen d'un tamisage des fractions aqueuses provenant de chacune des deux étapes, suivi d'une observation microscopique pour identification. Le processus demande environ sept jours, mais il peut être ramené à trois jours si l'on élimine la deuxième étape (c'est-à-dire l'extraction par brumisation). La procédure modifiée consiste à faire tremper les légumes secs toute une nuit dans de l'eau aérée, puis à procéder à un tamisage et à une observation microscopique pour identification. Pour extraire des nématodes à partir de terre, la méthode ci-après peut être utilisée (d'après Kleynhans, 1997). La terre (250 ml) est filtrée sur un tamis à larges mailles (2 mm) posé sur un seau de 5 litres. De l'eau du robinet est ajoutée pour obtenir un volume de 5 litres. La suspension est brassée, puis laissée à reposer 30 secondes avant d'être filtrée sur un tamis à mailles de 45 µm. La procédure est répétée deux fois avec le sol contenu dans le seau, mais le temps de repos est ramené à 20 secondes puis à 10 secondes. Le résidu déposé sur le tamis à mailles de 45 µm est transféré dans des tubes de 50 ml pour centrifugeuse. Si la solution dans les tubes est très sableuse, on peut y ajouter 5 ml de kaolin (et mélanger soigneusement) pour favoriser le dépôt des nématodes. Les tubes sont centrifugés à 1 750 tours/minute pendant 7 minutes. Le surnageant est décanté dans chaque tube puis jeté. Une solution de sucre (450 g/litre d'eau) est versée dans les tubes et le mélange de sucre et de terre est soigneusement secoué avant d'être centrifugé encore une fois à 1 750 tours/minute pendant 3 minutes. Le surnageant est filtré sur un tamis à mailles de 45 µm et le résidu qui contient les nématodes est recueilli dans un bécher pour examen. Il s'agit d'une technique élémentaire et, en fonction de la compétence du technicien et du type de sol, jusqu'à 40 pour cent des nématodes peuvent être perdus. Les autres méthodes susceptibles d'être employées pour extraire des nématodes à partir de terre sont la technique de Cobb modifiée par Flegg et la méthode de l'élutriateur d'Oostenbrink (OEPP, 2013c). Hooper et al. (2005) décrivent différentes méthodes d'extraction qui sont adaptées à la taille, à la densité et à la mobilité des nématodes. 4. Identification L'identification morphologique de Ditylenchus spp. s'applique seulement aux spécimens adultes et repose de préférence sur l'examen, à la fois de mâles et de femelles d'une espèce de nématode donnée, avec un microscope à fort grossissement. Des lames bien montées devraient permettre d'identifier avec certitude les spécimens adultes de D. dipsaci et de D. destructor, par simple examen morphologique. L'identification morphologique de larves de Ditylenchus dans un échantillon ne devrait être utilisée que pour confirmer la présence de l'espèce dans l'échantillon. Étant donné que des Ditylenchus spp. mycophages contaminent fréquemment le matériel végétal en putréfaction, il faut être attentif à ce risque d'erreur lors de l'identification des spécimens, que ce soit dans les échantillons végétaux ou dans les échantillons de terre. 4.1 Identification morphologique L'identification de D. dipsaci et de D. destructor devrait de préférence être fondée sur des méthodes morphologiques. Les méthodes moléculaires mises au point pour identifier ces espèces peuvent être utilisées lorsque le niveau d'infestation est faible ou lorsque seules des larves sont présentes. Les méthodes moléculaires peuvent être appliquées à des adultes endommagés ou atypiques, ainsi qu'à tous les stades de développement, notamment les stades larvaires, qui ne se prêtent pas à une identification morphologique. 4.1.1 Préparation des spécimens Les montages temporaires permettant, soit une identification rapide, soit une étude des caractéristiques plus faciles à observer chez des spécimens non fixés, sont préparés comme suit (Kleynhans, 1997): - Des spécimens vivants sont transférés dans une petite goutte d'eau sur une lame en verre. - La lame est brièvement chauffée sur une lampe à alcool, en même temps que l'on contrôle fréquemment l'activité des nématodes. Le chauffage devrait cesser dès que les spécimens cessent de se mouvoir. - Une lamelle est appliquée et scellée au moyen de la pose d'un vernis à ongles sur le contour. Quand le vernis est sec, la lame portant les spécimens est prête à être examinée. Pour la microscopie optique, les nématodes vivants sont extraits de la terre ou du matériel végétal, tués par une chaleur modérée (65–70 °C), fixés dans de l'alcool formolé acétique (fixateur AFA) (35% d'eau distillée, 10% de formol à 40%, 5% d'acide acétique glacial, 50% d'alcool à 95%) (Andrássy, 1984), transférés dans du glycérol (Hooper et al., 2005) et montés dans de la glycérine anhydre entre deux lamelles couvre-objet selon la description de Seinhorst (1959) et Goodey (1963). Lorsque l'identification est faite au moyen de la microscopie optique, un grossissement de 500× à 1 000× (objectif à immersion dans l'huile) associé à une microscopie à contraste d'interférence différentielle est recommandé.

• Domaine : Biota
  • Règne : Animalia Linnaeus, 1758
    • Sous-Règne : Eumetazoa Bütschli, 1910
      • Clade : Bilateria Haeckel, 1874
        • Infra-Règne : Protostomia Grobben, 1908
          • Clade : Cuticulata
            • Clade : Ecdysozoa Aguinaldo, Turbeville, Linford, Rivera, Garey, Raff & Lake, 1997
              • Clade : Nematoidea Rudolphi, 1808
                • Phylum : Nematoda Diesing, 1861

• Classe : Chromadorea
  • Sous-Classe : Chromadoria
    • Ordre : Rhabditida Chitwood, 1933
      • Sous-ordre : Tylenchina Chitwood, 1950
        • Infra-ordre : Tylenchomorpha De Ley & Blaxter, 2002
          • Super-famille : Sphaerularioidea Lubbock, 1861
            • Famille : Anguinidae Nicoll, 1935
              • Genre : Ditylenchus Filipjev, 1936
                • Espèce : Ditylenchus dipsaci (Kühn, 1857)