- FAMILLES DES BACTERIES 2
- CLASSE DES BACTERIES 1
- GROUPE DE BACTERIES 1
- CLASSIFICATION PHYLOGENETIQUE 1
- EUBACTERIA (CLASSIFICATION PHYLOGÉNÉTIQUE) 1
-
NOMENCLATURE DES BACTERIES
85
- Acetobacter
- Acetobacter aceti
- Acetobacter cerevisiae
- Acetobacter cibinongensis
- Acetobacter Diazotrophicus
- Acetobacter estuniensis
- Acetobacter fabarum
- Acetobacter farinalis
- Acetobacter ghanensis
- Acetobacter indonesiensis
- Acetobacter lambici
- Acetobacter lovaniensis
- Acetobacter malorum
- Acetobacter nitrogenifigens
- Acetobacter oeni
- Acetobacter okinawensis
- Acetobacter orientalis
- Acetobacter orleanensis
- Acetobacter papayae
- Acetobacter pasteurianus
- Acetobacter peroxydans
- Acetobacter persici
- Acetobacter polyoxogenes
- Acetobacter pomorum
- Acetobacter senegalensis
- Acetobacter subgen
- Acetobacter syzygii
- Acetobacter thailandicus
- Acetobacter tropicalis
- Acetobacter sicerae
- Acinetobacter calcoaceticus
- Agrobacterium
- Bacillus alcalophilus
- Bactéries à gram positif
- Bacillus anthracis
- Bacillus cereus
- Bacillus circulans
- Bacillus megaterium
- Bacillus mycoides
- Bacillus pseudomycoides
- Bacillus sp.
- Bacillus sphaericus
- Bacillus thuringiensis
- Bacillus thuringiensis kurstaki
- Bacillus weihenstephanensis
- Gluconacetobacter entanii
- Gluconacetobacter europaeus
- Gluconacetobacter hansenii
- Gluconacetobacter intermedius
- Gluconacetobacter johannae
- Gluconacetobacter liquefaciens
- Gluconacetobacter oboediens
- Gluconacetobacter xylinus
- Gluconobacter
- Gluconobacter albidus
- Gluconobacter asaii
- Gluconobacter cerevisiae
- Gluconobacter cerinus
- Gluconobacter frateurii
- Gluconobacter japonicus
- Gluconobacter kanchanaburiensi
- Gluconobacter kondonii
- Gluconobacter morbifer
- Gluconobacter thailandicus
- Gluconobacter oxydans
- Lactobacillus brevis
- Lactobacillus buchneri
- Lactobacillus casei
- Lactobacillus curvatus
- Lactobacillus delbrueckii
- Lactobacillus diolivorans
- Lactobacillus fermentum
- Lactobacillus fructivorans
- Lactobacillus jensenii
- Lactobacillus kunkeei
- Lactobacillus leichmannii
- Lactobacillus mali
- Lactobacillus nagelii
- Lactobacillus paracasei
- Lactobacillus plantarum
- Lactobacillus vini
- Lysinibacillus sphaericus
- Oenococcus oeni
- Pediococcus damnosus
- Streptobacillus moniliformis
- DEFINITIONS, CLASSIFICATION ET NOMENCLATURE DES BACTERIES 1
- ORDRE DES BACTERIES 0
-
LES BOTANISTES
48
- Acharius Erik
- Acuna Galé Julian Baldomero
- Adam Johannes Michael Friedrich
- Adamson Michel
- Adamson Robert Stephen
- Afzelius Adam
- Agardh Carl Adolph
- Agardh Jacob Georg
- Ager Nicolas
- Agosti Giuseppe
- Airy Shaw Herbert Kenneth
- Aitchison James Edward Tierney
- Aiton William
- AitonWilliam Townsend
- Ake Assi Laurent
- Al-Baitar Abu Muhammad
- Albertini Johannes Baptista Von
- Albow Nikolai Michailowitsch
- Alderwerelt Van Rosenburgh Cornelis Rugier Willem Karen Van
- Aldrovandi Ulisse
- Alexandre Paul
- Allamand Frédéric-Louis
- Allard Gaston
- Allemão Francisco Freire
- Allemend Jules
- Allioni Carlo
- Allorge Pierre
- Alpini Prospero
- Alston Arthur Hugh Garfit
- Alston Charles
- Alzate Jose Antonio
- Ambrosini Bartolomeo
- Amman Johann
- Amoreux Pierre-Joseph
- Anaxagore
- Anaximandre
- Anderson Edgar Shannon
- Anderson James
- Andrews Henry Charles
- Andrews Henry Nathaniel
- Anguillara Luigi
- Arber Agnes
- Arduino Pietro
- Arechavaleta Y Balpardo
- Arenes Jean
- Arnold Chester Arthur
- Empédocle
- Linné Carl Von
- LISTE DES BOTANISTES 1
- LES ORDRES DES INSECTES 1
- LES SUPER-ORDRES DES INSECTES 1
-
LES FAMILLES DES INSECTES
81
- Acrididae
- Aderidae
- Alexiidae
- Alleculidae
- Anobiidae
- Anthicidae
- Anthribidae
- Apionidae
- Aspidiphoridae
- Biphyllidae
- Bostrichidae
- Bruchidae
- Bruchinae
- Buprestidae
- Byrrhidae
- Cantharidae
- Carabidae
- Cerambycidae (Capricornes, Longicornes)
- Cholevinae
- Chrysomelidae
- Cicadidae
- Ciidae
- Clambidae
- Cleridae
- Coccinellidae
- Colydiidae
- Cryptophagidae
- Curculionidae
- Dermestidae
- Derodontidae
- Dytiscidae
- Elateridae
- Elmidae
- Erebidae
- Eucnemidae
- Gracillariidae
- Heterodera medicaginis
- Histeridae
- Hydraenidae
- Hydrophilidae
- Kateretidae
- Laemophloeidae
- Languriidae
- Latridiidae
- Leiodidae
- Limnichidae
- Lycidae
- Lyctidae
- Malachiinae – Malachiidae
- Melandryidae
- Meloidae
- Melyridae
- Monotomidae
- Mordellidae
- Nicrophorinae
- Nitidulidae
- Noctuidae
- Oedemeridae
- Phalacridae
- Phloiophilidae
- Pselaphidae
- Ptiliidae
- Rhynchitidae
- Scarabaeidae
- Scirtidae
- Scolytidae
- Scraptiidae
- Scydmaenidae
- Silphidae
- Silphinae
- Silvanidae
- Sphindidae
- Sphingidae
- Staphylinidae
- Staphylinoidea
- Tenebrionidae
- Throscidae
- Tortricidae
- Trogossitidae
- Urodidae
- Urodontinae
-
LES SOUS-FAMILLES DES INSECTES
50
- Anthicinae
- Anthiinae (Carabidae)
- Anthribinae
- Brachininae
- Buprestinae
- Caelifera
- Calliptaminae
- Carabinae
- Catantopinae
- Chalcophorinae
- Choraginae
- Chrysobothrinae
- Chrysochroinae
- Copiocerinae
- Coptacrinae
- Cyrtacanthacridinae
- Egnatiinae
- Elaphrinae
- Eremogryllinae
- Eucradinae
- Euryphyminae
- Eyprepocnemidinae
- Galbellinae
- Gomphocerinae
- Habrocneminae
- Harpalinae
- Hemiacridinae
- Julodinae
- Lepturinae
- Lepturini
- Leptysminae
- Marellia remipes
- Melanoplinae
- Nebriinae
- Oedipodinae
- Ommatolampinae
- Oxyinae
- Pauliniinae
- Paussinae
- Platyninae
- Polycestinae
- Proctolabinae
- Psydrinae
- Pterostichinae
- Ptininae
- Rhytidochrotinae
- Spathosterninae
- Teratodinae
- Tropidopolinae
- Urodontinae
- LES SOUS-ORDRES DES INSECTES 1
- LES SUPER-ORDRES DES INSECTES 0
- LA CLASSIFICATION DES INSECTES 4
-
NOMENCLATURE DES INSECTES
371
- Aaata
- Abacetus
- Abax
- Abax parallelepipedus
- Abia candens
- Abia sericea
- Abraxas grossulariata
- Abrostola tripartita
- Acalitus phloecoptes (Acarien des bourgeons du prunier)
- Acanthaclisis baetica (Fourmilions)
- Acanthaclisis occitanica
- Acanthocinus aedilis (Acanthocine charpentier)
- Acanthocinus griseus
- Acantholyda erythrocephala
- Acanthoscelides obtectus (Bruche du haricot)
- Acanthosoma haemorrhoidale
- Acaromimus
- Acaromimus americanus
- Acherontia atropos (Sphinx tête de mort)
- Acheta domesticus (Grillon domestique)
- Acilius sulcatus
- Acleris
- Aclypea opaca - Blitophaga opaca- Silpha opaca (Silphe de la betterave)
- Acrida
- Acrida ungarica
- Acrocera orbicula
- Acrolepiopsis assectella (La teigne du poireau)
- Acronicta leporina
- Acrotylus insubricus
- Aculops lycopersici - Vasates lycopersici - Vasates destructor (agent de l'acariose bronzé de la tomate)
- Aculus schlechtendali - Arachnida - Acari - Eriophyidae (Phytopte libre du pommier)
- Acyrthosiphon pisum - Macrosiphum - Acyrthosiphon onobrychis (Puceron vert ou rose du pois)
- Aderus
- Adoxophyes orana - Capua réticulana (Tordeuse capua de la pelure)
- Aedes albopictus - Stegomyia albopicta - Moustique-tigre
- Aglaope infausta (Zygène de l'amandier)
- Agonum
- Agrilus
- Agriotes lineatus (Taupin)
- Agromyza (Mouches mineuses)
- Agrotis ipsilon - Agrotis ypsilon - Lycophotia ipsilon - Scotia ipsilon (Noctuelle ipsilon)
- Agrotis segetum - Scotia segetum - Feltia segetum (Noctuelle des moissons)
- Aleurobus olivinus Silvestri (Aleurode noir de l'olivier)
- Aleurothrixus floccosus (Aleurode floconneux des citrus)
- Althaesia
- Amara
- Amara aenea
- Amara aulica
- Amara familiaris
- Anarsia lineatella (Petite mineuse du pêcher
- Anobium
- Anobium punctatum - Vrillette domestique
- Anobocaelus
- Antheraea pernyi - Ver à soie Tussah
- Antheraea yamamai - Saturnie du chêne du Japon
- Anthia mannerheimi
- Anthia wayheimi
- Anthonomus grandis (Charançon du cotonnier)
- Anthonomus pomorum (Anthonome du pommier)
- Anthonomus pyri (Anthonome du pommier)
- Anthonomus rubi (Anthonome du fraisier et du framboisier)
- Aonidiella aurantii - Aspidiotus aurantii (Pou de Californie)
- Aphanostigma piri (Phylloxéra du poirier)
- Aphelanchoïde ritzemabosi (L'anguillule ou nématode du chrysanthème)
- Aphelanchoïdes
- Aphelenchoides fragariae - Aphelanchoides olesistus - Aphelanchus fragariae - Aphelanchus olesistus (Anguillule du fraisier et des fougères)
- Aphis craccivora - Aphis laburni - Aphis medicaginis (Puceron noir de la luzerne)
- Aphis fabae Scopoli - Doralis fabae (puceron noir de la fève)
- Aphis forbesi Weed - Cerosipha forbesi (Puceron vert du fraisier, Puceron des racines du fraisier)
- Aphis gossypii Glover - Cerosipha gossypii (Puceron du cotonnier, Puceron du melon)
- Aphis grossulariae Kaltenbach - Aphidula grossulariae (Puceron vert du groseillier épineux)
- Aphis nasturtii Kaltenbach - Aphidula rhamni (Puceron du nerprun)
- Aphis pomi - Aphis mali - Aphidula pomi - Doralis pomi (Puceron vert non migrant du pommier)
- Aphis schneideri (Groseille à maquereau - puceron du saule)
- Aphis spiraecola Pagenstecher - Aphis citricola (Puceron vert des citrus, Puceron des spirées)
- Apion
- Apion carduorum - Ceratapion carduorum (Apion de l'artichaut)
- Apion pisi (Apion des bourgeons du pois, Apion du pois)
- Apion trifolii - Apion aestivum Germar (Petit Apion du trèfle)
- Aptinoderus
- Aptinoderus cyaneus
- Aptinoderus cyanipennis
- Aptinoderus funebris
- Aptinoderus umvotianus
- Aptinus
- Aptinus acutangulus
- Aptinus bombarda - Scarabée bombarde noir
- Aptinus cordicollis
- Aptinus creticus
- Aptinus hovorkai
- Aptinus lugubris
- Aptinus merditanus
- Araecerus
- Araecerus constans
- Araecerus cumingi
- Araecerus fasciculatus - coffea
- Araecerus levipennis
- Araecerus varians
- Araecerus vieillardi
- Archips podana – Cacoecia podana (Tordeuse des fruits)
- Archips rosana - Cacoecia rosana - Choristoneura rosanaceana (Tordeuse des buissons)
- Argyrotaenia ljungiana -Argyrotaenia pulchellana - Eulia pulchellana (Petite tordeuse de la grappe)
- Ariotus
- Ariotus luteolus
- Ariotus quercicola
- Ariotus subtropicus
- Aspidiotus nerii Bouché (Cochenille du laurier-rose)
- Athalia rosae - Athalia colibri (Tenthrède de la rave)
- Atomaria linearis (Atomaire de la betterave)
- Aulacorthum solani -Dysaulacorthum vincae (Puceron strié de la digitale et de la pomme de terre, Puceron à taches vertes de la pomme de terre)
- Autographa gamma - Phytometra gamma - Plusia gamma (Noctuelle gamma)
- Bemisia tabaci (Aleurode du tabac)
- Blaberus
- Blaberus craniifer
- Blaberus discoidalis
- Blaberus giganteus
- Blaniulus guttulatus (Blaniule mouchetée)
- Brachinulus
- Brachinus
- Brachinus adustipennis
- Brachinus albarracinus
- Brachinus alexandri
- Brachinus alexiguus
- Brachinus alternans
- Brachinus americanus
- Brachinus andalusiacus
- Brachinus angustatus
- Brachinus baeticus
- Brachinus bellicosus
- Brachinus berytensis
- Brachinus cibolensis
- Brachinus costipennis
- Brachinus crepitans
- Brachinus cyanipennis
- Brachinus cyanochroaticus
- Brachinus efflans
- Brachinus ejaculans
- Brachinus elegans
- Brachinus elongatulus
- Brachinus favicollis
- Brachinus fulminatus
- Brachinus fumans
- Brachinus geniculatus
- Brachinus hirsutus
- Brachinus imporcitis
- Brachinus italicus
- Brachinus janthinipennis
- Brachinus lareralis
- Brachinus medius
- Brachinus mexicanus
- Brachinus nigricornis
- Brachinus olgae
- Brachinus pateri
- Brachinus patruelis
- Brachinus pecoudi
- Brachinus pectoralis
- Brachinus phaeocerus
- Brachinus plagiatus
- Brachinus psophia
- Brachinus quadripennis
- Brachinus rugipennis
- Brachinus testaceus
- Brachinus texanus
- Brachinus turkestanicus
- Brachinus vulcanoides
- Brachycaudus cardui - Brachycaudus lateralis - Anuraphis cardui (Puceron de l'artichaut)
- Brachycaudus helichrysi - Anuraphis helichrysi (Puceron vert du prunier)
- Brachycaudus persicae - Brachycaudus persicaecola (Puceron noir du pêcher)
- Brachycaudus prunicola - Appelia prunicola (Puceron brun du pêcher, Puceron brun du prunier)
- Brachycorynella asparagi - Brachycolus asparagi (Puceron de l'asperge)
- Brachynillus
- Brevicoryne brassicae (Puceron cendré du chou)
- Bruchus pisorum (Bruche du pois)
- Bruchus rufimanus (Bruche de la fève)
- Bruchus signaticornis - Bruchus pallidicornis (Bruche des lentilles)
- Byrrhus pilula
- Byturus urbanus - Byturus tomentosus (Ver des framboises)
- Cacopsylla pyri - Psylla pyri (Psylle commun du poirier)
- Calepitrimerus vitis - Phyllocoptes vitis - Epitrimerus vitis (Phytopte de l'acariose de la vigne)
- Calleida punctata
- Calliptamus italicus
- Calomera littoralis
- Calosoma
- Calosoma sycophanta
- Cameraria ohridella - Mineuse du marronnier
- Cantharis
- Cantharis cryptica
- Cantharis fusca
- Capitophorus horni (Puceron vert de l'artichaut)
- Capnodis tenebrionis (Capnode)
- Carabus auratus - Carabe doré
- Cecidophyopsis ribis (Westwood) - Cecidophyes ribis, Eriophyes ribis, Phytoptus ribis (Phytopte du cassissier)
- Cecidophyopsis ribis - Cecidophyes ribis, Eriophyes ribis, Phytoptus ribis (Phytopte du cassissier)
- Ceratitis capitata (Wiedemann) – (Cératite, Mouche méditerranéenne des fruits)
- Ceroplastes rusci (Charançon des siliques de colza)
- Ceuthorhynchus assimilis – (Charançon des siliques de colza)
- Choragus
- Choragus exophthalmus
- Choragus harrisi
- Choragus major
- Choragus sayi
- Choragus striolatus
- Choragus zimmermanni
- Cicindela campestris
- Cicindela chinensis
- Cicindela hybrida
- Cicindela sexguttata - cincindele a six points
- Coccoidea
- Colilodion schulzi
- Coraebus
- Crepidogaster
- Crepidogastrillus
- Crepidogastrinus
- Crepidolomus
- Crepidonellus
- Cryptomyzus ribis -Myzus ribis - Capitophorus ribis - Rhopalosiphum ribis (Puceron jaune du groseillier)
- Cteniopus
- Cteniopus sulphureus
- Cychrus
- Cychrus caraboides
- Cydalima perspectalis (Pyrale du buis)
- Cylindera minuta
- Diphyus
- Ditylenchus dipsaci (Nématode des tiges et des bulbes)
- Ernobius
- Euderopus
- Euxenus
- Euxenus ater
- Euxenus punctatus
- Gomphocerus sibricus
- Gonicoélus
- Habroloma
- Harpalinae
- Harpalus
- Harpalus affinis
- Heliotaurus
- Heterodera avenae (Nématode des céréales)
- Heterodera carotae
- Heterodera ciceri
- Heterodera cruciferae
- Heterodera fici (Nématode à kyste)
- Heterodera glycines
- Heterodera goettingiana
- Heterodera medicaginis
- Heterodera oryzae
- heterodera rostochiensis
- Heterodera sacchari
- Heterodera schachtii
- Heterodera tabacum
- Heterodera trifolii
- Heterodia rostochiensis
- Hiperantha testacea
- Holometabola
- Homotrysis
- Ichneumon
- Ichneumon extenseur
- Ichneumon wasps (guêpes d’ichneumon)
- Ichneumon xanthorius
- Ichneumonoidea
- Julodis
- Lasioderma
- Lebia
- Lebia cruxminor
- Leptinotarsa decemlineata – Doryphore
- Leptoglossus occidentalis (Punaise du pin)
- Lomaspilis marginata (La marginée ou bordure entrecoupée)
- Loricera
- Lymantrichneumon disparis
- Marellia remipes
- Mastax
- Mastax albonotata
- Mastax alternans
- Mastax annulata
- Mastax brittoni
- Mastax burgeoni
- Mastax Carissima
- Mastax confusa
- Mastax congoensis
- Mastax elegantula
- Mastax en Floride
- Mastax euanthes
- Mastax extrema
- Mastax Formosana
- Mastax forteculpta
- Mastax fulvonotata
- Mastax gestroi
- Mastax Hargreavesi
- Mastax histrio
- Mastax Humilis
- Mastax Kivuensis
- Mastax Klapperichi
- Mastax Kulti
- Mastax laeviceps
- Mastax latefasciata
- Mastax liebkei
- Mastax louwerensi
- Mastax Moesta
- Mastax nana
- Mastax nepalensis
- Mastax okavango
- Mastax ornata
- Mastax ornatella
- Mastax pakistana
- Mastax parreyssi
- Mastax philippina
- Mastax poecila
- Mastax pulchella
- Mastax pygmaea
- Mastax Raffrayi
- Mastax Rawalpindi
- Mastax royi
- Mastax rugiceps
- Mastax saganicola
- Mastax senegalensis
- Mastax striaticeps
- Mastax subornatella
- Mastax sudanica
- Mastax tessmanni
- Mastax Thermarum
- Mastax tratorius
- Mastax vegeta
- Mecyclothorax
- Megacephala carolina
- Melanaphis pyrarius - Geoktapia pyrarius - Aphis pyrastri Boisduval - Melanaphis pyraria (Puceron brun du poirier)
- Meloidogyne (Nématode à galles des racines)
- Meloidogyne hapla
- Meloidogyne incognita
- Mengea tertiaria
- Nasonovia ribisnigri - Aphis lactucae (Puceron de la laitue)
- Nebria
- Nebriinae
- Notiophilus
- Notiophilus biguttatus
- Notiophilus palustris
- Notiophilus rufipes
- Odacantha
- Odacantha melanura
- Otiorhynchus cribricollis Gyllenhall - Arammichnus cribricollis - Otiorhynchus terrestris Marseul (Otiorhynque de l'olivier)
- Oxymirus cursor
- Perapion
- Pheropsophus
- Pheropsophus aequinoctialis
- Pheropsophus africanus
- Pheropsophus jessoensis
- Philophylla heraclei (Acidia heraclei) (Mouche du céleri)
- Plecoptera
- Pratylenchus
- Pseudaulacaspis pentagona Targioni -Aulacaspis pentagona - Diaspis pentagona (Cochenille du mûrier)
- Ptinomorphus
- Ptinus
- Quadraspidiotus perniciosus - Aspidiotus perniciosus - Diaspidiotus perniciosus (Pou de San-José)
- Rhagium inquisitor
- Rhopalapion longirostre - Apion des roses trémières
- Rosalia alpina (Rosalie des Alpes)
- Samia cynthia - Bombyx de l'ailante
- Sitobion avenae - Aphis avenae - Macrosiphum - Siphonophora cerealis (Puceron des épis de céréales)
- Stegobium paniceum - Vrillette du pain, Vrillette boulangère, Stégobie des pharmacies
- Stenocorus meridianus
- Sternocera
- Strepsiptera
- Stylopidae
- Styphlodrome
- Styphlomerus
- Symphyta (Mouche à scie)
- Synanthedon tipuliformis - Aegeria tipuliformis - Conopia tipuliformis (Sésie du groseillier)
- Tetranychus mcdanieli (Tétranyque de McDaniel)
- Therates – les taux
- Triozocera mexicana
- Urodontus
- Urodontus rotundicollis
- Vespa velutina (Frelon asiatique)
- INTRODUCTION 1
- LES SOUS-ESPECES DES INSECTES 1
- LES TRIBUS DES INSECTES 3
- LES SOUS-CLASSES 2
- LES CLASSES 0
- LES ORDRES DES INSECTES 0
- LES INSECTES
-
NOMENCLATURE DES MALADIES CRYPTOGAMIQUE
64
- Alternaria
- Alternaria alternata
- Alternaria brassicae
- Alternaria carthami
- Alternaria chrysanthemi
- Alternaria cichorii
- Alternaria citri
- Alternaria dauci
- Alternaria helianthi
- Alternaria macrospora
- Alternaria mali
- Alternaria passiflorae
- Alternaria porri
- Alternaria ricini
- Alternaria solani
- Alternaria tomatophila
- Alternaria triticina
- Alternariose
- Anthracnose
- Botrytis cinerea (Pourriture g
- Cercospora longissima (Cercosp
- Chancre
- Colletotrichum
- Colletotrichum acutatum
- Colletotrichum circinans
- Colletotrichum coccodes (Pourr
- Colletotrichum dematiumf. spin
- Colletotrichum gloeosporioides
- Colletotrichum graminicola
- Colletotrichum kahawae
- Colletotrichum musae
- Colletotrichum trifolii
- Elsinoe ampelina
- Elsinoë australis
- Elsinoë batatas
- Elsinoë veneta
- Fusariose
- Gloeosporium orbiculare - Ant
- Glomerella acutata
- Glomerella cingulata
- Glomerella lagenarium
- Hyaloperonospora parasitica
- Hymenoscyphus fraxineus
- Kabatiella caulivora
- Marssonina
- Microdochium panattonianum
- Mycocentrospora acerina
- Myrothecium roridum (Taches su
- Nectria cinnabarina
- Neofabraea alba - Gloeosporios
- Plasmopara viticola
- Pleosporaceae
- Rhytisma acerinum
- Rouilles autoïques et hétéroïq
- Septoria lactucae (Septoriose)
- Siphomycete
- Sordaria macrospora
- Sphaceloma arachidis
- Sphaceloma perseae
- Stegophora ulmea
- Stemphyllium botryosum f. lact
- Ulocladium chartarum
- Vasates quadripedes
- Verticilliose
- INTRODUCTION SUR LES MALADIES CRYPTOGAMIQUE 1
-
NOMENCLATURE DES ARBRES
420
- Abarema
- Abarema abbotii
- Abarema abeywickramae
- Abarema acreana
- Abarema adenophora
- Abarema adenophorum
- Abarema agropecuaria
- Abarema alexandri
- Abarema angulata
- Abarema arborescens
- Abarema aspleniifolia
- Abarema auriculata
- Abarema barbouriana
- Abarema bauchei
- Abarema bigemina
- Abarema borneensis
- Abarema brachystachya
- Abarema callejasii
- Abarema campestris
- Abarema celebica
- Abarema centiflora
- Abarema chochleata
- Abarema claviflora
- Abarema clypearia
- Abarema cochliocarpos
- Abarema commutata
- Abarema contorta
- Abarema cordifolia
- Abarema crateradena
- Abarema cuneadena
- Abarema curvicarpa
- Abarema cyclosperma
- Abarema dalatensis
- Abarema dodonaeifolia
- Abarema dolichadena
- Abarema elliptica
- Abarema ferruginea
- Abarema ferruginea
- Abarema filamentosa
- Abarema filamentosa
- Abarema floribunda
- Abarema fournieri
- Abarema gallorum
- Abarema ganymedea
- Abarema glauca
- Abarema globosa
- Abarema glomeriflora
- Abarema gracillima
- ABAREMA GRANDIFLORA
- ABAREMA HARMSII
- ABAREMA HENDERSONII
- ABAREMA IDIOPODA
- Abarema idiopoda
- ABAREMA JOSEPHI
- Abarema josephi
- Abarema jupunba
- ABAREMA KALKMANII
- ABAREMA KALKMANNII
- Abarema Kerrii
- Abarema Kiahii
- Abarema killipii
- Abarema killipii
- Abarema kinabaluensis
- Abarema kuenstleri
- Abarema laeta
- Abarema langsdorffii
- Abarema langsdorfii
- Abarema laxiflora
- Abarema lehmannii
- Abarema leucophylla
- Abarema levelii
- Abarema limae
- Abarema longipedunculata
- Abarema lovellae
- Abarema lucida
- Abarema macradenia
- Abarema maestrensis
- Abarema malinoensis
- Abarema mataybifolia
- Abarema microcalyx
- Abarema microcarpa
- Abarema mindanaensis
- Abarema monadelpha
- Abarema moniliformis
- Abarema motleyana
- Abarema muellerana
- Abarema multiflora
- Abarema multifoliolata
- Abarema muricarpa
- Abarema nediana
- Abarema nipensis
- Abarema novo-guineensis
- Abarema obovalis
- Abarema obovata
- Abarema occultata
- Abarema opposita
- Abarema oppositifolia
- Abarema oxyphyllidia
- Abarema pahangensis
- Abarema pauciflora
- Abarema pellita
- Abarema piresii
- Abarema poilanei
- Abarema quocensis
- Abarema racemiflora
- Abarema racemosa
- Abarema ricoae
- Abarema robinsonii
- Abarema sapindoides
- Abarema scutifera
- Abarema sessiliflora
- Abarema subcoriacea
- Abarema sumbawaensis
- Abarema syringifolia
- Abarema teijsmannii
- Abarema tetraphylla
- Abarema tjendana
- Abarema trapezifolia
- Abarema trichophylla
- Abarema triplinervia
- Abarema turbinata
- Abarema utile
- Abarema utilis
- Abarema villifera
- Abarema villosa
- Abarema waitzii
- Abarema yunnanensis
- Abarema zollerana
- Abies alba (Sapin blanc, sapin pectiné, sapin commun)
- Abies alba « Columnaris »
- Abies alba « Compacta »
- Abies alba « Fastigiata »
- Abies alba « Globosa »
- Abies alba « King’s Dwarf »
- Abies alba « Microphylla »
- Abies alba « Munsterland »
- Abies alba « Pectinata »
- Abies alba « Pendula »
- Abies alba « Pyramidalis »
- Abies alba « Schwarzwald »
- Abies alba « Virgata »
- Abies amabilis
- Abies amabilis « Spreading Star »
- Abies balsamea (Sapin baumier)
- Abies balsamea « Hudsonia »
- Abies balsamea « Nana Compacta »
- Abies balsamea « Nana »
- Abies balsamea « Nudicaulis »
- Abies balsamea « Piccolo »
- Abies balsamea « Verkades Prostrate »
- Abies bommuelleriana
- Abies borisii-regis (Sapin de Bulgarie)
- Abies bracteata (Sapin de Santa Lucia, Sapin bractifère)
- Abies cephalonica (Sapin de Céphalonie)
- Abies cephalonica var. apollinis
- Abies cephalonica Var. graeca
- Abies cephalonica var. reginae-amaliae
- Abies cephalonica var. robusta
- Abies cephalonica « Meyer’s Dwarf »
- Abies chayuensis
- Abies chensiensis
- Abies chensiensis subsp. salouensis
- Abies chensiensis subsp. yulongxueshanensis
- Abies chensiensis var. ernestii
- Abies cilicica
- Abies concolor (Sapin du Colorado)
- Abies concolor Var. lowiana « Creamy »
- Abies concolor « Archer’s Dwarf »
- Abies concolor « Argentea »
- Abies concolor « Aurea »
- Abies concolor « Biella »
- Abies concolor « Blue Spreader »
- Abies concolor « Compacta »
- Abies concolor « Fagerhult »
- Abies concolor « Fastigiata »
- Abies concolor « Gable’s Weeping »
- Abies concolor « Hexe »
- Abies concolor « Hortmann’s Igel »
- Abies concolor « Husky Pup »
- Abies concolor « Pendula »
- Abies concolor « Piggelmee »
- Abies concolor « Swif’s Silver »
- Abies concolor « Violacea Prostrata »
- Abies concolor « Violacea »
- Abies concolor « Wattezii »
- Abies concolor « Wintergold »
- Abies delavayi
- Abies delavayi var. georgei
- Abies delavayi « Green Giant »
- Abies delavayi « Major Neishe »
- Abies delavayi « Nana Headfort »
- Abies densa
- Abies engelmanni
- Abies equi-trojani-(cheval de troie)
- Abies fabri
- Abies fargesii
- Abies firma
- Abies firma « Bedgebury »
- Abies forrestii
- Abies fraseri
- Abies fraseri « Rauls Dwarf »
- Abies georgei
- Abies glehnii
- Abies gracilis
- Abies grandis (Sapin de Vancouver, Sapin géant)
- Abies holophyla
- Abies homolepis (Sapin de Nikko)
- Abies homolepis « Tomoni »
- Abies homolepsis « Prostrata »
- Abies insignis
- Abies kawakamii
- Abies koranea « Flava »
- Abies koreana « Blauer Pfiff »
- Abies Koreana « Blue and Silver »
- Abies koreana « Blue Standard »
- Abies koreana « Brevifolia »
- Abies koreana « Cis »
- Abies koreana « Compact Dwarf »
- Abies koreana « Crystal Globe »
- Abies koreana « Delikado »
- Abies koreana « Doni – Tajuso »
- Abies koreana « Festival »
- Abies koreana « Fliegende Untertasse »
- Abies koreana « Gait »
- Abies koreana « Golden Dream »
- Abies koreana « Green Carpet »
- Abies koreana « Green Carpet »
- Abies koreana « Horstmann »
- Abies koreana « Kohout »
- Abies koreana « Lippetal »
- Abies koreana « Luminetta »
- Abies koreana « Molli »
- Abies koreana « Müller Wittbolt »
- Abies koreana « Nisbet »
- Abies koreana « Oberon »
- Abies koreana « Orange Glow »
- Abies koreana « Piccolo »
- Abies koreana « Pinochio »
- Abies koreana « Silberkugel »
- Abies koreana « Silberlocke »
- Abies koreana « Silberperl »
- Abies koreana « Silberzwerg »
- Abies koreana « Silver Show »
- Abies koreana « Silverstar »
- Abies koreana « Starker’s Dwarf »
- Abies koreana « Stolwijk »
- Abies koreana « Taiga »
- Abies koreana « Threave »
- Abies koreana « Tundra »
- Abies koreana « Twergform Wüstemeyer
- Abies koreana – Sapin de Corée
- Abies lasiocarpa
- Abies lasiocarpa var. Arizonica
- Abies lasiocarpa var. arizonica « Compacta »
- Abies lasiocarpa var. Arizonica « Nana »
- Abies lasiocarpa var. « Argentea »
- Abies lasiocarpa « Duflon »
- Abies lasiocarpa « Green Globe »
- Abies lasiocarpa « Kenwith Blue »
- Abies lasiocarpa « Logan Pass »
- Abies lasiocarpa « Mulligans Dwarf »
- Abies lasiocarpa « Witch’s Broom »
- Abies lowiana
- Abies magnifica
- Abies magnifica var. Xanthocarpa
- Abies mariesii
- Abies marocana
- Abies nebrodensis
- Abies nephrolepis
- Abies nimidica « Pendula »
- Abies nordmanniana subsp. equi-trojani
- Abies nordmanniana « Ambrolauri »
- Abies nordmanniana « Barabitz Compact »
- Abies nordmanniana « Barabit’s Compacta »
- Abies nordmanniana « Barabit’s Gold »
- Abies nordmanniana « Barabit’s Spreader »
- Abies nordmanniana « Jaobsen »
- Abies nordmanniana « Pendula »
- Abies nordmanniana « Robusta »
- Abies nordmanniana – Sapin de normann
- Abies nordmianna « Golden Spreader »
- Abies numidica
- Abies numidica « Delicado »
- Abies numidica « Glauca »
- Abies pardei
- Abies pindrow
- Abies pinsapo
- Abies pinsapo var. Marocana
- Abies pinsapo « Aurea »
- Abies pinsapo « Fastigiata »
- Abies pinsapo « Glauca »
- Abies pinsapo « Hamondii »
- Abies pinsapo « Horstmann »
- Abies pinsapo « Horstmanns Nana »
- Abies pinsapo « Pendula »
- Abies pinsapo « Pygmaea » - Epicea de Norvège « Pygmaea »
- Abies pinsapo « Pyramidalis »
- Abies procera
- Abies procera « Blaue Hexe »
- Abies procera « Glauca Procumbens »
- Abies procera « Glauca Prostata »
- Abies procera « Glauca »
- Abies procera « Jeddeloh »
- Abies procera « Noble’s Dwarf »
- Abies procera « Sherwoodii »
- Abies recurvata
- Abies recurvata var. ernestii
- Abies religiosa
- Abies sachalinensis
- Abies sibirica – Sapin de Sibérie
- Abies spectabilis
- Abies squamata
- Abies umbilicata
- Abies veitchii « Hedergott »
- Abies veitchii « Pendula »
- Abies veitchii – Sapin de veitch
- Abies wilmoriniana
- Abies x arnoldiana
- Abies x borisii-regis
- Abies x bornmuelleriana
- Abies x phanerolepis
- Abies x pinsapo cephalonica « Rosemoor Far’m »
- Abies x shastensis
- Abies x vasconcellosiana
- Acanthinophyllum strepitans
- Acer - Erable
- Acer amplum
- Acer buergerianum - Érable trident
- Acer caesium
- Acer campestre - Érable champêtre
- Acer capillipes - Érable jaspé de rouge
- Acer cappadocicum - Érable de Cappadoce
- Acer carpinifolium - Érable à feuilles de charme
- Acer chaneyi
- Acer circinatum
- Acer cissifolium - Érable à feuille de vigne
- Acer davidii - Érable du Père David
- Acer douglasense
- Acer duplicatoserratum
- Acer glabrum - Érable nain
- Acer grandidentatum
- Acer griseum - Érable à écorce de papier
- Acer heldreichii
- Acer japonicum - Érable du Japon
- Acer macrophyllum - Érable à grandes feuilles
- Acer Miyabei - Érable de Miyabe
- Acer monspessulanum - Érable de Montpellier
- Acer negundo - Érable negundo
- Acer nigrum - Érable noir
- Acer opalus - Érable à feuilles d'obier
- Acer palmatum - Érable palmé
- Acer pensylvanicum - Érable de Pennsylvanie
- Acer pentaphyllum - Érable à cinq folioles
- Acer platanoides - Érable plane
- Acer pseudoplatanus - Érable sycomore
- Acer pseudosieboldianum
- Acer pycnanthum
- Acer rubrum - Érable rouge
- Acer rufinerve - Érable à feuilles de vigne, Érable rufinerve, Érable oriental à bourgeons gris, Érable à peau de serpent
- Acer saccharinum - Érable argenté
- Acer saccharum - Érable à sucre
- Acer sempervirens - Érable de Crète
- Acer shirasawanum
- Acer spicatum – Érable à épis
- Acer tataricum
- Acer tataricum ginnala
- Acer triflorum
- Acer tutcheri
- Adenolisianthus
- Aesculus californica - Pavier de Californie
- Aesculus hippocastanum - Marronnier commun - marronnier d'Inde - marronnier blanc
- Ailanthus altissima
- Ailanthus excelsa
- Ailanthus giraldii
- Ailanthus grandis
- Ailanthus integrifolia
- Ailanthus malabarica
- Ailanthus triphysa
- Ailanthus vilmoriniana
- Aiouea angulata
- Amburana cearensis
- Anadenanthera peregrina
- Andradea floribunda
- Anthodiscus montanus
- ARCHIDENDRON
- Archidendron bigeminum
- Archidendron bigeminum
- Archidendron clypearia
- Archidendron contartum
- Astrocaryum triandrum
- Astronium urundeuva
- Attalea septuagenata
- Azeredia
- Bactris
- Bactris coloniata
- Chloroxylon swietenia
- Cochlospermum
- Cochlospermum angolense
- Cochlospermum fraseri
- Cochlospermum gillivraei
- Cochlospermum intermedium
- Cochlospermum noldei
- Cochlospermum planchonii
- Cochlospermum regium
- Cochlospermum religiosum
- Cochlospermum tetraporum
- Cochlospermum vitifolium
- Davidia involucrata
- Dicksonia antarctica (Fougère arborescente commune)
- Dipteronia (Erable d’or et d’argent)
- Dipteronia sinensis (Érable d'or et d'argent)
- Flindersia
- Ginkgo biloba (Arbre aus quarante écus)
- Liquidambar acalycina - Copalme de Chine
- Melia azedarach
- Myracrodruon urundeuva- Astronium urundeuva
- Pourouma cecropiifolia
- Toxicodendron vernicifluum - Vernis du Japon
- Vitex lucens
- Zelkova abeliceaii - zelkova crétoise
- BOURGEONS ET RAMEAUX 0
- DESCRIPTION DES ARBRES 4
- ALISIERS BLANCS LES HAUTES HUTTES DANS LE HAUT RHIN
- AMANDIER DE GARRIGUES SAINTE EULALIE GARD
- AMANDIER DE GARRIGUES SAINTE EULANIE DANS LE GARD
- ARBRE DE JUDÉE COUR WALDNER STEPHAN COLMAR DANS LE HAUT RHIN
- ARBRE DE JUDÉE LA BAZOGE MONTPINÇON DANS LA MAYENNE
- ARBRE DE JUDÉE L’HAY LES ROSES DANS LE VAL DE MARNE
-
NOMENCLATURE DES ARBUSTES
55
- Abelia
- Abelia biflora
- Abelia chinensis
- Abelia engleriana
- Abelia floribunda
- Abelia graebneriana
- Abelia ionandra
- Abelia mosanensis
- Abelia schumannii
- Abelia schumannii « Bumblebee’s »
- Abelia spathulata
- Abelia triflora
- Abelia triflora « Pendula »
- Abelia umbellata
- Abelia uniflora
- Abelia x grandiflora
- Abelia x grandiflora "Aurea"
- Abelia x grandiflora "Compacta"
- Abelia x grandiflora "Francis Mason"
- Abelia x grandiflora "Gold spot"
- Abelia x grandiflora "Gold Strike"
- Abelia x grandiflora « Hopley’s »
- Abelia x grandiflora « Kaleidoscope »
- Abelia x grandiflora « Prostrata »
- Abelia x grandiflora « Semperflorens »
- Abelia x grandiflora « Snowdrift »
- Abelia x grandiflora « Sunrise »
- Abelia x grandiflora « Sunspot »
- Abelia x grandifora « Mariesii »
- Abelia zanderi
- Abelia zanderi 'Little Richard'
- Abelia ~ Confetti
- Abelia ~ Conti
- Abelia ~Edward Gaucher
- Abeliophyllum distichum
- Abeliophyllum distichum « Roseum »
- Abroma augustum –Coton du diable
- Abroma fastuosa
- Allamanda blanchetii
- Allamanda cathartica
- Allamanda neriifolia
- Alyssum murale
- Arctostaphylos manzanita
- Argyrocytisus battandieri - Genêt ananas - Cytisus battandieri
- Aronia arbutifolia
- Brugmansia arborea
- Brugmansia aurea
- Brugmansia ou Datura arborescent, trompette des anges
- Brugmansia sanguinea
- Brugmansia suaveolens
- Brugmansia versicolor
- Ceratostigma minus
- Rhus typhina - Vinaigrier, Sumac de Virginie
- Tecoma capensis « Hammer’s rose »
- Teucrium fruticans
- GLOSSAIRE MYCOLOGIQUE 0
- LA BIOLOGIE DES CHAMPIGNONS 1
- LA CLASSIFICATION DES CHAMPIGNONS 1
- LA DESCRIPTION DES CHAMPIGNONS 1
- LA REPRODUCTION DES CHAMPIGNONS 1
- LA VIE DES CHAMPIGNONS 1
- LE MONDE DES CHAMPIGNONS 1
- LES CHAMPIGNONS TOXIQUES 1
- LES FAMILLES DES CHAMPIGNONS 0
-
NOMENCLATURE DES CHAMPIGNONS
12
- Albatrellus ovinus - (Polypore des brebis)
- Armillaria
- Aureoboletus cramesinus
- Boletus badius - Bolet bai
- Boletus calipes - Bolet à pied creux
- Boletus calopus - Bolet à beau pied
- Boletus chrysenteron - Bolet à chair jaune
- Boletus edutis -cèpe de Bordeaux
- Boletus fechtneri - Bolet de Fechtner
- Boletus luridus - Bolet blafard
- Boletus pinophilus - Bolet pinicola - Bolet des pins
- Boletus piperatus - Bolet poivré
LES PLANTES ADVENTICES - (LES MAUVAISES HERBES)
- AMARANTHACEAE 7
-
APIACEAE
15
- FAMILLE DES APIACEAE
- GRILLE D'IDENTIFICATION DES APIACEAE
- Aethusa cynapium – Éthuse ciguë
- Ammi majus – Ammi élevé
- Anthriscus caucalis – Anthrisque commun
- Bifora radians – Bifora rayonnante
- Caucalis platycarpos – Caucale fausse-carotte
- Daucus carota – Carotte sauvage
- Foeniculum vulgare – Fenouil commun
- Pastinaca sativa – Panais cultivé
- Petroselinum segetum
- Scandix pecten-veneris – Peigne de Vénus
- Tordylium maximum – Tordyle élevé
- Torilis arvensis – Torilis des champs
- Torilis nodosa – Torilis noueux
- ARALIACEAE 2
-
ASTERACEAE
48
- FAMILLE DES ASTERACEAE
- GRILLE D'IDENTIFICATION
- Achillea millefolium
- Ambrosia artemisiifolia - Ambroisie à feuilles d'armoise, Ambroisie élevée, Petite herbe à poux
- Ambrosia trifida - Ambroisie trifide
- Anacyclus clavatus - Anacycle en massue - Anacyclus pubescens - Anthemis clavata - Anthemis tomentosa - Chamaemelum tomentosum
- Anacyclus radiatus
- Anacyclus valentinus - Anacyclus hirsutus - Anacycle de Valence
- Andryala integrifolia
- Anthemis altissima – Cota altissima – Anthémis cota – Anthémis élevée
- Anthemis arvensis - Anthémis des champs
- Anthemis cotula - Anthémis fétide
- Artemisia verlotiorum
- Artemisia vulgaris – Armoise vulgaire
- Bidens tripartica – Bident tripartite
- Calendula arvensis – Anthémis des champs - Souci des champs - Souci sauvage - Souci des Vignes – Gauchefer - Fleur de tous les mois
- Carduus Acicularis - Chardon à aiguilles - Chardon à épingles
- Carduus pycnocephalus – Chardon à tête dense
- Carduus tenuiflorus - Chardon à petits capitules
- Centaurea cyanus - Bleuet des champs - Barbeau bleu - Centaurée bleuet – Audifoin – Blavelle - Casse-lunettes - Fleur de Zacharie
- Chaemelum mixtum – Cladanthus
- Chamaemelum fuscatum - Anthemis praecox - Anthemis fuscata - Ormensis fuscata - Chamomilla fuscata - Anthémis précoce - anthémis brunâtre
- Chondrilla juncea
- Cirsium arvense
- Conyza sumatrensis
- Crepis foetida – Crépis fétide
- Crepis sancta – Crépis de Nîme
- Dittrichia viscosa
- Galactites tomentosa
- Galinsoga quadriradiata
- Glebionis segetum - Chrysanthème des moissons - marguerite dorée - chrysanthème des blés
- Helminthia echioides
- Lactuca serriola
- Lapsana communis – Lampsana co
- Matricaria chamomilla var. rec
- Matricaria discoidea
- Picris hieracioides
- Senecio inaequidens
- Senecio vulgaris
- Silybum marianum - chardon argenté - chardon de Notre-Dame - artichaut sauvage - épine blanche
- Sonchus arvensis
- Sonchus asper
- Sonchus oleraceus
- Taraxacum officinale – Pissenl
- Tripleurospermum inodorum
- Tussilago farfara – Tussilage
- Xanthium orientale subsp. ital
- Xanthium spinosum
- BORAGINACEAE 5
-
BRASSICACEAE
19
- FAMILLE DES BRASSICACEAE
- GRILLE D'IDENTIFICATION
- Arabidopsis thaliana
- Barbarea intermedia
- Calepina irregularis
- Capsella bursa-pastoris
- Cardamine hirsuta
- Diplotaxis erucoides
- Lepidium campestre
- Lepidium draba – Cadaria draba
- Lepidium squamatum
- Myagrum perfoliatum
- Raphanus raphanistrum - Ravene
- Rapistrum rugosum subsp. rugos
- Sinapsis alba – Moutarde blanc
- Sinapis arvensis
- Sinapsis nigra
- Sisymbrium officinale
- Thlaspi arvense
- CAMPANULACEAE 2
- CARYOPHYLLACEAE 7
- CHENOPODIACEAE 8
- CLUSIACEAE 2
- MALVACEAE 2
- POLYGONACEAE 2
- RANUNCULACEAE 1
- GLOSSAIRE 0
- INTRODUCTION SUR LES PLANTES ADVENTICES
-
NOMENCLATURE DES PLANTES ANNUELLES
13
- Abelmoschus esculentus
- Abelmoschus manihot - Aibika
- Abelmoschus manihot « Cream Cup »
- Abelmoschus manihot « Sunset »
- Abelmoschus moschatus « Pacific »
- Anacyclus radiatus
- Brugmansia arborea
- Brugmansia aurea
- Brugmansia ou Datura arborescent, trompette des anges
- Brugmansia sanguinea
- Brugmansia suaveolens
- Brugmansia versicolor
- Datura (Datura stramonium), herbe du diable toxique
-
NOMENCLATURE DES PLANTES AQUATIQUES
16
- Acorus gramineus « Variagatus »
- Caltha natans
- Euryale ferox
- Hydrocotyle
- Hydrocotyle americana
- Hydrocotyle bonariensis
- hydrocotyle formosa
- Hydrocotyle leucocephala
- Hydrocotyle mexicana
- Hydrocotyle quinqueloba
- Hydrocotyle ramiflora
- Hydrocotyle ranunculoides
- Hydrocotyle sibthorpioides
- Hydrocotyle verticillata
- Hydrocotyle vulgaris
- Isoetes bolanderi - Isoète de Bolander
- INTRODUCTION SUR LES PLANTES VIVACES 2
-
NOMENCLATURE DES PLANTES VIVACES
82
- Abelmoschus
- Abelmoschus esculentus
- Abelmoschus manihot
- Abelmoschus manihot "Cream Cut"
- Abelmoschus manihot « Sunset »
- Abelmoschus moschatus
- Abelmoschus moschatus « Pacific »
- Abronia
- Abronia alpinia
- Abronia fragrans
- Abronia latifolia
- Abronia maritima
- Abronia pogonantha
- Abronia umbellata
- Abronia villosa
- Acaena
- Acaena argentea
- Acaena buchananii
- Acaena caesiiglauca
- Acaena inermis
- Acaena microphylla
- Acaena myriophylla
- Acaena novae-zelandiae
- Acaena ovalifolia
- Ajuga genevensis
- Alyssum murale
- Alyssum saxatile
- Amsonia ciliata
- Atropa belladonna (Belladone)
- Calochortus
- Chondrilla juncea - Chondrille à feuilles de joncs - Chondrille effilée - Chondrille à tige de jonc - Salade à bûches
- Cortaderia richardii (Herbe de la pampa)
- Cortaderia selloana (Herbe da la pampa) (gynerium)
- Doronicum clusii
- Echinops sphaerocephalus - Oursin à têtes rondes
- Gynura aurantiaca « Purple Passion »
- Helleborus (Ranunculaceae)
- Helleborus argutifolius - Hellébore de Corse
- Helleborus croaticus
- Helleborus dumetorum
- Helleborus foetidus
- Helleborus foetidus - Hellébore fétide
- Helleborus grandorfensis « Ice n'Roses White »
- Helleborus liguricus
- Helleborus lividus subsp. Corsicus
- Helleborus multifidus
- Helleborus multifidus subsp. Serbicus
- Helleborus niger
- Helleborus odorus
- Helleborus orientalis - Rose de carême
- Helleborus purpurascens - Hellébore pourpre
- Helleborus thibetanus
- Helleborus thibetanus
- Helleborus torquatus - Hellébore de Serbie
- Helleborus viridis - Hellébore vert
- Helleborus viridis subsp. Occidentalis
- Lespédéza
- Lycopodium annotinum
- Pelargonium citronellum
- Pelargonium crispum – Géranium odorant
- Pelargonium cucullatum - Géranium à feuilles en entonnoir
- Pelargonium fulgidum
- Pelargonium graveolens – Pélargonium rosat
- Pelargonium hederaefolium - Géranium lierre, Géranium des balcons
- Pelargonium X domesticum - Pélargonium des fleuristes, Pélargonium régal, Géranium à grandes fleurs
- Pelargonium ×hortorum – Pélargonium zonale
- Primula (primevère)
- Rheum (Rhubarbe)
- Rosa xanthina « Canary Bird »
- Ruta chalepensis - Rue de Chalep
- Symphytum (Consoude)
- Symphytum asperum - Consoude hérissée - Consoude rude
- Symphytum azureum - Consoude bleue
- Symphytum bulboseum - Consoude bulboseum
- Symphytum caucasicum - Consoude du Caucase
- Symphytum grandiflorum - Consoude à grandes fleurs
- Symphytum gussonei - Consoude gussonei
- Symphytum gussonei - Consoude gussonei
- Symphytum officinale - Consoude officinale
- Symphytum officinale - Consoude officinale
- Tanacetum vulgare (La Tanaisie commune)
- Tanacetum vulgare (La Tanaisie commune) (Chrysanthemum vulgare )
-
NOMENCLATURE DES ROSIERS
15
- Rosa moyesii « Geranium »
- Rosa rugosa « Hansa »
- Rosa x gallica « Complicata »
- Rosa xanthina « Canary Bird »
- Rosa « Belle Amour »
- Rosa « Celile Brünner »
- Rosa « Centenaire de Lourdes »
- Rosa « Clair Matin »
- Rosa « Claude Monet »
- Rosa « Duchesse de Brabant »
- Rosa « Elina »
- Rosa « Fluorescent »
- Rosa « Glamis Castle »
- Rosa « Graham Thomas »
- Rosa « Madame Caroline Testout »
- INTRODUCTION 0
- Mastigomycota
- Glomeromycota
- Basidiomycota
- Ascomycota
- Fungi
- Zygomycota
- Chytridiomycota
- Rhodophyta
- Prasinophyceae
- Glaucophyta
- Bacillariophyta
- Psilotopsida
- Equisetidae
- Pinophyta
- Gnetophyta
- Ginkgophyta
- Cycadophyta
- Système d'information taxonomi
- Pteridophyta
- Ophioglossophyta
- Lycopodiophyta
- Embryophyta
- MARCHANTIOPHYTA
- Charophyta
- Chlorophyta
- INFRA-EMBRANCHEMENT
- SOUS-EMBRANCHEMENT
- EMBRANCHEMENT (BIOLOGIE)
- SUPER EMBRANCHEMENT
- INFRA-REGNE
- RAMEAU (BIOLOGIE)
- SOUS-REGNE
- REGNE (BIOLOGIE)
- LES EMPIRES
- CLASSE
- SUPER CLASSE
- MICRO - EMBRANCHEMENT
- DOMAINE
- SUPER - REGNE
- Bryophyta
- Systématique
- RANG TAXONOMIQUE
- Phylogénie
- Synapomorphie
- Arbre phylogénétique
- Cladistique
- Classification phylogénétique
- Classification linnéenne
- Plan d'organisation
- INTRODUCTION
Aujourd'hui
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Total
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Contenu
Nombre de pages : 1949
Nombre de billets : 4
Vous êtes le ème visiteur
Roussillon

Nuageux
- Min: 11 °C
- Max: 15 °C
- Vent: 11 kmh 190°
- BOTANISTE JEAN-MARC GIL TOUT SUR LA BOTANIQUE /
- LA BOTANIQUE /
- LES BACTERIES /
- NOMENCLATURE DES BACTERIES /
- Gluconobacter cerinus
Gluconobacter cerinus
Les phytopathogènes peuvent nouer des relations avec les hôtes insectes pour compléter leur cycle de vie et ils modifient souvent le comportement et le développement des hôtes pour améliorer leur condition physique. Afin de déterminer si certaines bactéries responsables de la pourriture des fruits pourraient avoir développé des interactions symbiotiques avec Bactrocera dorsalis, nous avons étudié le profil des bactéries symbiotes de la mouche. Nous avons identifié la bactérie souche CDF1 de Gluconobacter cerinus provenant des ovaires et des œufs de la mouche orientale B. dorsalis, et la quantité de souche CDF1 de Gluconobacter cerinus a augmenté de manière significative à mesure du développement des ovaires et des fruits sur lesquels des œufs non stériles ont été pondus. L’addition de la souche CDF1 de Gluconobacter cerinus aux bananes accélère le processus de pourriture et son addition aux œufs accélère leur vitesse de développement / éclosion. Globalement, nos données suggèrent que la souche CDF1 de Gluconobacter cerinus est bénéfique pour la mouche des fruits.
Introduction
Les insectes et les plantes coexistent depuis plus de 400 millions d'années (Sugio et al. 2014 ), et les interactions plante-insecte sont considérées comme l'un des systèmes les plus primitifs et les plus évolués (Bronstein et al. 2006 ). L'interaction entre les plantes et les insectes herbivores est considérée comme une course aux armements: alors que les insectes doivent faire face aux défenses des plantes et élaborer des stratégies pour les surmonter, les plantes ont tendance à réduire les herbivores par divers mécanismes (Bronstein et al. 2006 ; Sugio et al. 2014 ). Les plantes peuvent influencer le comportement, la croissance et la reproduction des insectes herbivores en modifiant les éléments nutritifs et les métabolites secondaires (Ali et Agrawal 2012 ; Mithöfer et Boland 2012 ; Dawkar et al. 2013 ). En réponse, les insectes sur les plantes peuvent alors s'adapter de différentes manières (Potting et al. 1995 ; Strauss et al. 2013 ). Par exemple, des études ont montré que les types de toxines produites par les plantes et les modes de réponse des insectes herbivores peuvent affecter les réponses adaptatives, ce qui peut entraîner une évolution convergente au niveau moléculaire (Susanne et al. 2012 ).
Les chercheurs ont découvert que les plantes et les insectes établissent différents types de relations avec des associés microbiens qui influent sur les résultats des interactions plante-insecte (Sugio et al. 2014 ). Les métabolites primaires et secondaires des plantes et / ou les défenses des plantes contre les insectes peuvent être modulés par les microbes, ce qui peut être bénéfique pour les insectes. De même, les microbes peuvent affecter la biologie des insectes, notamment en modifiant leur métabolisme et leur comportement. Par exemple, on a constaté que les rickettsies se propagent rapidement (6 ans) dans les populations naturelles de mouche blanche de la patate douce Bemisia tabaci dans le sud-ouest des États-Unis et augmentent considérablement les performances des mouches blanches infectées par rapport aux mouches blanches non infectées (Himler et al. 2011 ). De même, Enterobacter Erwinia sp., Qui infecte les thrips de Frankliniella occidentalis , peut être bénéfique pour ses hôtes en fonction de la plante sur laquelle les thrips se nourrissent (Vries et al. 2004 ). De nombreux micro-organismes associés aux insectes peuvent même favoriser la capacité des insectes à utiliser des régimes comportant un contenu nutritionnel faible ou déséquilibré en fournissant des nutriments spécifiques que l'insecte ne peut pas synthétiser, notamment des acides aminés essentiels, des vitamines B et des stérols (Douglas 2015 ). Par exemple, lorsque les bactéries Buchnera sont éliminées des pucerons à l'aide d'antibiotiques, elles perdent leur capacité à synthétiser des acides aminés essentiels (Febvay et al. 1999 ; Douglas et al. 2001 ). Les micro-organismes des insectes situés dans la chambre de fermentation de l'intestin postérieur interviennent dans la lente dégradation enzymatique des composants cellulosiques et hémicellulosiques des tissus végétaux en sucres, qui sont ensuite disponibles pour les insectes (Calderóncortés et al. 2012 ).
La mouche orientale des fruits Bactrocera dorsalis (Hendel) (Diptera: Tephritidae) est un ravageur notoire qui endommage une large gamme de fruits et autres produits horticoles (Hollingsworth et al. 2003 ; Yee et Goughnour 2008 ). Les dégâts causés par B. dorsalis peuvent provoquer la pourriture et la chute des fruits, entraînant des pertes économiques (Jiang et al. 2011 ). De nombreuses études ont montré que les bactéries symbiotiques d'insectes peuvent décomposer les tissus végétaux pour compléter les nutriments essentiels de leurs insectes hôtes (Douglas et al. 2006 ; Feldhaar 2011 ; Price et al. 2014 ). Nous avons donc émis l’hypothèse que certaines bactéries responsables de la pourriture des fruits pourraient avoir développé des interactions symbiotiques avec B. dorsalis. Cependant, les données complémentaires sur les communautés bactériennes - les données nécessaires pour évaluer efficacement l'hypothèse - n'ont pas été collectées. Ici, nous avons analysé simultanément les profils bactériens et développementaux de B. dorsalis et l'effet de pourriture chez les fruits afin de déterminer s'ils co-variaient.
Nos résultats démontrent que les communautés bactériennes de B. dorsalis sont dominées par certaines bactéries et que le développement de B. dorsalis et de la pourriture des fruits sont affectés par la bactérie Gluconobacter , qui peut provoquer une maladie rose des plantes (Kontaxis 1978 ; Rohrbach 1989 ). Cette étude suggère que la bactérie Gluconobacter chez B. dorsalis est suffisante pour augmenter la capacité d'adaptation de l'hôte. En outre, il fournit un nouvel exemple d'agent pathogène bactérien pouvant également servir de symbiote bénéfique pour les insectes.
Matériaux et méthodes
Insectes
Les B. dorsalis utilisés dans cette étude ont été initialement collectés en avril 2015 dans un verger de caramboles ( Averrhoa carambola ) à Guangzhou, province du Guangdong, et ont été élevés en laboratoire pendant 1 génération dans les conditions suivantes: 25 ± 1 ° C, 16: 8 h lumière: cycle d'obscurité, 70–80% HR, et régime alimentaire artificiel à base de maïs contenant 150 g de farine de maïs, 150 g de banane, 0,6 g de benzoate de sodium, 30 g de levure, 30 g de saccharose et 30 g d'essuie-tout, 1,2 mL d'acide chlorhydrique et 300 mL d'eau. Le régime alimentaire des adultes se composait d'eau, d'hydrolysat de levure et de sucre.
Adaptabilité de Bactrocera dorsalis et effet sur les fruits après traitement aux œufs par un antibiotique
Pour déterminer si les bactéries présentes dans B. dorsalis affectent l’adaptabilité des mouches et la pourriture des fruits, 30 œufs fraîchement pondus ont été trempés dans une solution de streptomycine (0,5 mg / mL) pendant 1 h. Afin de montrer l’effet de l’antibiotique sur les bactéries présentes dans les œufs, les bactéries présentes dans les œufs traités à la streptomycine (0,5 mg / mL) (5 œufs ont été broyés et dilués dans 1 mL d’eau stérile) ont été cultivées sur le milieu de culture Luria – Bertani, et les bactéries présentes dans les œufs normaux ont été cultivées comme témoins. Quatre répétitions ont été effectuées. Et les œufs traités aux antibiotiques ont été recueillis, immédiatement séchés avec du papier absorbant et inoculés dans des fruits fraîchement cueillis (goyave et mangue). Après l'inoculation, les états des fruits ont été enregistrés tous les 2 jours. Six jours après l'inoculation, le taux d'éclosion et le développement des larves ont été comparés. Trois répétitions ont été effectuées. Pour les témoins, trois réplicats avec des œufs imbibés d’eau ont également été réalisés.
Enquêtes sur les unités taxonomiques opérationnelles bactériennes (UTO)
Pour identifier l'effet potentiel des bactéries symbiotiques sur l'adaptabilité de B. dorsalis et la pourriture des fruits, les ovaires de 3 mouches femelles de la même population ont été disséqués et recueillis tous les 2 jours depuis leur émergence. Les mouches ont été trempées dans de l'alcool à 75% pendant 3 min pour éviter la contamination de l'environnement. Les mouches trempées ont été disséquées au stéréomicroscope dans de l'alcool à 75% et les ovaires ont été lavés à l'alcool et transférés dans des tubes à centrifuger contenant un tampon d'extraction d'ADN. Une partie des échantillons de fruits de goyave pourris ont également été collectés tous les 2 jours après l'inoculation d'œufs de mouche. Les échantillons d'ADN ont été extraits à l'aide d'un kit d'extraction d'ADN (Tiangen, Beijing, Chine) en suivant les instructions du fabricant. Les gènes d'ARNr 16S bactériens ont été amplifiés à partir de l'ADN extrait par PCR, en utilisant deux amorces dégénérées largement conservées ciblant la région variable V3 + V4 du gène 16S (F: 5′-CCTACGGGGGGCGCGGC-3 'et R: 5′-GGACTACHVGGTATCTAAT-3 ′). Chaque échantillon a été analysé dans un volume réactionnel total de 25 µL contenant 2,5 µL de tampon Takara 10 × Ex Taq, 1,5 µL de Mg 2+ (25 mM), 2 µL de dNTPs (2,5 mM), 0,25 µL de Takara Ex Taq (2,5 U / µL), 0,5 µL de chaque amorce (10 µM), 16,75 µL de ddH 2 O et 1 µL de matrice. Les amplifications PCR ont été réalisées avec une incubation de 2 minutes à 95 ° C suivie de 30 cycles à 94 ° C pendant 30 secondes, à 57 ° C pendant 30 secondes et à 72 ° C pendant 30 secondes, avec une extension finale de 5 minutes à 72 ° C. Les produits de PCR ont été purifiés à l'aide d'un kit de purification QIAGEN MinElute PCR afin d'éliminer les amorces et les nucléotides non incorporés. Un microspectrophotomètre ND-1000 (NanoDrop Technologies, Wilmington, DE, USA) a été utilisé pour mesurer la concentration de l'ADN purifié. Des adaptateurs ont été ajoutés à l'ADN purifié pour constituer une bibliothèque de séquençage à l'aide d'un kit de séquençage Illumina et d'un séquenceur Illumina MiSeq (Illumina, San Diego, Californie, États-Unis). Après séquençage, les données ont été filtrées pour éliminer les séquences de faible complexité (telles que les séquences poly (A)) et les séquences avec Ns. Les séquences filtrées ont été appelées séquences cibles (étiquettes). Pour obtenir des étiquettes uniques et déterminer le nombre d'étiquettes dans l'ensemble de données, l'ensemble de données a été soumis à un traitement de redondance à l'aide du logiciel Mothur (version 1.27.0) (Schloss et al. 2009 ). Pour l'annotation taxonomique, un classifieur RDP (Huse et al. 2010 ) a été utilisé avec des paramètres naïfs de Bayes; le seuil de confiance a été fixé à 0,5. Pour obtenir des informations supplémentaires sur la diversité taxonomique, nous avons soumis les étiquettes à une analyse d'abondance OTU. Le nombre d'UTU a été calculé à l'aide du logiciel Mothur avec une similarité de 97% (Schloss et al. 2009 ). Nous avons d'abord annoté les balises dans une OTU. Ensuite, l'OTU a été annotée avec l'unité taxonomique. Les informations d'annotation des unités taxonomiques des UTO ont été utilisées pour générer des profils d'abondance des UTO pour tous les échantillons. Les profils d'abondance des UTO dans différents échantillons ont été utilisés pour effectuer des analyses de composants principaux et de regroupements afin d'étudier les différences entre les échantillons à l'aide du logiciel R. Pour assurer l'exactitude, les UTO avec une abondance inférieure à 0,001 dans tous les échantillons ont été supprimés.
Analyse de différence des échantillons basée sur le niveau de classification
Pour identifier les biomarqueurs entre les différents échantillons, l'analyse LEfSe a été réalisée à l'aide d'un logiciel en ligne (Segata et al. 2011 ). Pour l'analyse LEfSe, la valeur alpha pour le test factoriel de Kruskal-Wallis parmi les classes et la valeur alpha pour le test de Wilcoxon par paires entre les sous-classes ont été définies à 0,05. Enfin, le seuil du score logarithmique LDA pour les caractéristiques discriminantes a été défini à 4.0.
Isolement bactérien et culture
Les œufs de B. dorsalis nouvellement pondus ont été collectés et immédiatement immergés dans de l'éthanol à 70% pendant 1 min pour éliminer les bactéries de surface. Ensuite, les œufs ont été recueillis dans un tube à centrifuger stérile auquel ont été ajoutés 200 µL d’eau stérile. Les oeufs ont été broyés avec des pilons de broyage stériles et 20 µL de fluide ont été enduits et cultivés sur une plaque de milieu de culture (1% de glucose, 0,5% d'éthanol, 1,5% d'agar, 0,8% d'extrait de levure et 0,3% d'acide acétique). à 30 ° C. Les colonies de même morphologie ont été sélectionnées pour la sous-culture. Les cultures pures ont été inoculées dans un milieu liquide (1% de glucose, 0,5% d'éthanol, 0,8% d'extrait de levure et 0,3% d'acide acétique) et les cultures liquides ont été stockées dans une solution de glycérol à 25% à -80 ° C. Et le test de sensibilité de la bactérie isolée à la streptomycine (0,5 mg / mL) a été effectué.
Amplification et identification de l'ARNr 16S
Les bactéries ont été recueillies dans des cultures pures pour l'extraction de l'ADN génomique à l'aide d'un kit d'extraction de l'ADN du génome bactérien (Tiangen, Beijing, Chine) conformément aux instructions du fabricant. L’amplification de l’ARNr 16S a été réalisée dans un volume réactionnel total de 50 µL avec 0,4 µL d’ADN polymérase (5 U / µL), 5 µL de tampon PCR 10 ×, 4 µL de dNTP (2,5 mM), 1 µL de chaque amorce ( 10 µM) (F: 5′-AGAGTTTCATCCTGGCTCAG-3 'et R: 5′-TACGGTTAXXTTGTTACGACTT-3'), 3 µL de matrice d’ADN et 33,6 µL de ddH 2 O. L’amplification PCR a été réalisée à l'aide d'un cycleur thermique d'Eppendorf et a été lancée avec une incubation de 5 minutes à 95 ° C suivie de 35 cycles à 95 ° C pendant 1 minute, à 55 ° C pendant 1 minute et à 72 ° C pendant 2 minutes, avec une extension finale à 72 ° C pendant 10 minutes. Les produits de PCR ont été confirmés par électrophorèse dans un gel d'agarose à 0,8% et purifiés avec un kit de purification de l'ADN sur gel (Tiangen, Beijing, Chine). L'ADN purifié a été ligaturé dans le vecteur T (Tiangen, Beijing, Chine) et transformé dans des cellules Top10 E. coli (Tiangen, Beijing, Chine) conformément aux instructions du fabricant. Les cellules transformées ont été réparties sur des plaques de gélose LB et, après sélection de l'antibiotique et coloration bleue / blanche, les colonies ont été sélectionnées pour la PCR de colonies et le séquençage direct. Les séquences ont été soumises à une recherche BLAST dans la base de données NCBI pour une analyse d'homologie de séquence.
Effet de la souche CDF1 de Gluconobacter cerinus sur le fruit
Pour tester l’effet de la souche CDF1 de Gluconobacter cerinus (numéro d’accession: KX578017 dans Genbank, GDMCC 1.1207), qui est maintenant déposée dans la collection de cultures accessible au public GDMCC (Centre de microbiologie de la culture de la culture du Guangdong, Chine) sur un fruit, 10 µL de la souche CDF1 de Gluconobacter cerinus inoculum ont été enduits sur une banane. Les fruits ont été incubés pendant 3 jours à 30 ° C et la pourriture de la banane a été enregistrée. Comme témoin, des bananes enrobées de milieu fluide stérile ont également été préparées et incubées pendant 3 jours à 30 ° C.
Adaptabilité des mouches et taux de pourriture des fruits après l'inoculation des œufs avec la souche CDF1 de Gluconobacter cerinus
L'inoculum de souche CDF1 de Gluconobacter cerinus a été préparé en sélectionnant et en incubant une colonie de souche CDF1 de Gluconobacter cerinus dans un milieu de culture (glucose à 1%, gélose à 1,5%, extrait de levure à 0,8%) à 30 ° C. Ensuite, les œufs de mouche nouvellement pondus ont été collectés et trempés dans l'inoculum de la souche CDF1 de Gluconobacter cerinus pendant 1 h. Par la suite, les œufs ont été placés dans le régime artificiel; chaque traitement a reçu 50 oeufs. Après 5 jours, le nombre et le poids des larves de mouches ont été enregistrés (5 répétitions). À titre de contrôle, des œufs de mouche fraîchement pondus trempés dans de l’eau pure ont également été préparés et placés dans le régime artificiel.
Analyses statistiques
Les différences entre les traitements et les contrôles ont été comparées par des tests t d'échantillons indépendants ou une analyse de variance unidirectionnelle (ANOVA) suivie par le test de Tukey pour des comparaisons multiples. Les différences ont été considérées comme significatives à p <0,05. Les données ont été analysées à l'aide du logiciel SPSS. Pour identifier des biomarqueurs entre différents échantillons, une analyse LEfSe (taille discriminante de l'effet linéaire) a été réalisée à l'aide d'un logiciel en ligne. Pour l'analyse LEfSe, la valeur alpha pour le test factoriel de Kruskal-Wallis parmi les classes et la valeur alpha pour le test de Wilcoxon par paires entre les sous-classes ont été définies à 0,05.
Résultats
Les profils bactériens des ovaires de mouches
Pour identifier comment les mouches obtiennent des bactéries qui sont bénéfiques pour leur développement et peuvent causer la pourriture des fruits, nous avons étudié les profils bactériens des ovaires de mouche à différents stades de développement. Les enquêtes sur les gènes de l'ARNr 16S, utilisant une définition OTU de 97% de similarité de bases de nucléotides homologues, ont révélé que les communautés bactériennes des ovaires de mouches étaient très différentes à différents stades de développement. L'analyse en composantes principales des communautés bactériennes a également révélé que les communautés bactériennes dans les ovaires des mouches à différents stades de développement étaient très différentes (Fig. 1 a). Pour l'annotation d'espèce, l'abondance de Gluconobacter a augmenté de manière significative avec la maturation des ovaires (ANOVA: F = 4,251, df = 17, P = 0,02; Fig. 1 b, c). De plus, les résultats des analyses LEfSe ont indiqué que Gluconobacter augmentait de manière significative à mesure que l'ovaire devenait mature et constituait le facteur clé de différenciation des ovaires matures (Fig. 1d), ce qui pourrait indiquer que Gluconobacter est un facteur clé affectant le développement des glossines. De plus, les unités taxonomiques supérieures de Gluconobacter ont été identifiées comme les biomarqueurs dans les ovaires matures en raison de la quantité accrue de Gluconobacter.
Communautés bactériennes dans les ovaires des mouches. a Analyse en composantes principales des communautés bactériennes. b Cladogramme d'analyse en grappes montrant les bactéries identifiées. Les données ont été journalisées avant le traçage. c Différence d’abondance de Gluconobacter sp. d Le criblage de facteurs clés pour les différences entre les échantillons par analyse LEfSe, les biomarqueurs avec des scores LDA supérieurs à 4,0 ont été présentés en points verts ou rouges dans le cladogramme. Les moyennes (± SEM) étiquetées avec des lettres différentes sont significativement différentes. F1: ovaire d'une mouche femelle un jour après l'émergence; F3: ovaire d'une mouche femelle 3 jours après l'émergence; F5: ovaire d'une mouche femelle 5 jours après l'émergence; F7: ovaire d'une mouche femelle 7 jours après l'émergence; E: ovaire d'une mouche femelle avec des oeufs développés.
Les profils bactériens des fruits inoculés avec des œufs de mouche
Afin de mieux identifier la fonction potentielle de Gluconobacter, les profils bactériens des fruits inoculés avec des œufs de mouche ont été étudiés à l'aide du séquençage de l'ARNr 16S. Nous avons constaté que les profils des communautés bactériennes dans les fruits de goyave inoculés avec des œufs de mouche étaient significativement différents, les larves éclosent et se nourrissant de fruits (Fig. 2 a). Lorsque les informations sur le genre ont été annotées dans les UTO, les profils d'abondance ont révélé que Gluconobacter présentait la plus grande différence lorsque les larves se nourrissaient dans la goyave. l'abondance de la bactérie était plus grande lorsque les mouches se développaient et que les fruits commençaient à pourrir (ANOVA: F = 777,392, df = 11, P <0,001; Fig. 2 b, c). De plus, les analyses de LEfSe ont indiqué que la quantité de Gluconobacter augmentait de manière significative à mesure que le fruit pourrissait était le facteur clé qui différenciait le goyave nourri par les larves pendant différentes durées (Fig. 2 d) et que les unités taxonomiques supérieures de Gluconobacter étaient également identifiées comme les biomarqueurs. dans la pourriture des fruits en raison de la quantité accrue de Gluconobacter. Ces résultats peuvent indiquer que les communautés bactériennes de Gluconobacter peuvent causer la pourriture chez la goyave et ont été bénéfiques pour le développement des mouches.
Les communautés bactériennes de goyave inoculées avec des œufs de mouche a Analyse en composantes principales des communautés bactériennes. b Cladogramme d'analyse en grappes montrant les bactéries identifiées. Les données ont été journalisées avant le traçage. c Différence d’abondance de Gluconobacter sp. d Le criblage de facteurs clés pour les différences entre les échantillons par analyse LEfSe, les biomarqueurs avec des scores LDA supérieurs à 4,0 ont été présentés en points verts ou rouges dans le cladogramme. Les moyennes (± SEM) étiquetées avec des lettres différentes sont significativement différentes. CK: échantillon de fruit de goyave prélevé un jour après l'inoculation d'œufs de mouche; Tr2: échantillon de fruit de goyave recueilli 2 jours après l'inoculation d'œufs de mouche; Tr6: échantillon de fruit de goyave prélevé 6 jours après l'inoculation d'œufs de mouche.
Gluconobacter sp. isolement et identification
Pour révéler la fonction de Gluconobacter sp., Une sous-culture a été réalisée sur des plaques plates d'agar spécifiques. Ensuite, les bactéries ont été identifiées par séquençage de l'ARNr 16S. Après 48 h, Gluconobacter sp. les colonies issues d'isolats d'œufs de mouche ont été identifiées par leur couleur blanche, leur centre surélevé, leur marge nette et leur surface lisse et humide (figure 3a). L'amplification et le séquençage de l'ARNr 16S suivants ont donné un fragment de 1377 pb (numéro d'accession Genbank: KX578017 ). D'après une recherche BLAST contre GenBank, la séquence d'ARNr 16S présentait une correspondance d'identité à 99% avec la souche PFR2 de Gluconobacter cerinus ; nous avons nommé la souche CDF1 de Gluconobacter cerinus (Fig. 3b).
Gluconobacter sp. isolement et identification. Caractéristiques des colonies sur des géloses pour une bactérie isolée des ovaires et des œufs de mouches. b Relations phylogénétiques de la souche CDF1 de Gluconobacter cerinus symbiotique. Le point rouge indique la souche CDF1 de Gluconobacter cerinus. Une phylogénie du maximum de vraisemblance déduite de 1377 sites nucléotidiques alignés dans des séquences de gènes d’ADNr 16S est présentée avec les valeurs de bootstrap.
Les antibiotiques modifient l’adaptabilité des mouches des fruits et le taux de pourriture des fruits
Pour manipuler le statut d'infection par le symbiote, les œufs de B. dorsalis ont été stérilisés en surface par trempage dans une solution de streptomycine. Les résultats ont montré que l'antibiotique avait diminué de manière significative le nombre de colonies de la souche CDF1 de Gluconobacter cerinus cultivées sur le milieu de culture LB (échantillons t indépendants, test t , t = 14,01, df = 6, p <0,001, Fig. 4 ). Et la procédure entraînait systématiquement une pourriture plus lente de la goyave et de la mangue (Fig. 5 a, c), davantage de taches noires sur la goyave et une zone plus étendue de pourriture sur la mangue sur le fruit sans traitement antibiotique (en goyave: échantillons indépendants, test t, t = 9,899, df = 4, p = 0,001; à la mangue: test t pour échantillons indépendants, t = 8,286, df = 4, p = 0,001, fig. 5 b, d). De plus, le développement de B. dorsalis était significativement affecté; sous goyave et mangue, le traitement antibiotique a entraîné un ralentissement du développement larvaire (Fig. 5 e, g) et du taux d'éclosion (en goyave: échantillons t-test indépendants, t = 6,25, df = 4, P = 0,003, Fig. 5 f ; à la mangue: échantillons t-test indépendants, t = 6,645, df = 4, P = 0,003, Fig. 5 h). Ces résultats peuvent indiquer que les bactéries symbiotiques dans les œufs sont importantes pour le développement des mouches et intensifient la pourriture des fruits.
Nombre de colonies de souche CDF1 de Gluconobacter cerinus cultivées séparées des oeufs traités avec un antibiotique. ** p <0,01
Effets sur les fruits, le développement des larves et l'éclosion après le traitement aux œufs de mouche par un antibiotique. a Effets sur la goyave après l'inoculation des œufs traités aux antibiotiques. b Nombre de taches noires sur la goyave inoculées avec des œufs. c Effets sur la mangue après l'inoculation des œufs traités aux antibiotiques. d Diamètre de la pourriture de mangue inoculé avec des œufs. e Longueur du corps des larves en éclosion chez la goyave. f Taux d'éclosion des œufs en goyave. g La longueur du corps des larves qui éclosent dans la mangue. h Taux d'éclosion des œufs dans la mangue. ** p <0,01
Gluconobacter sp. La souche CDF1 ralentit le développement des fruits en décomposition et des mouches des fruits
L'ajout d'inoculum de souche CDF1 de Gluconobacter cerinus aux bananes a provoqué l'apparition de la pourriture rapide (Fig. 6 a). De plus, le taux d'éclosion et le développement des mouches ont été améliorés par trempage des œufs de mouche dans l'inoculum de la souche CDF1 de Gluconobacter cerinus (test t de l'échantillon indépendant, t = 2,622, df = 8, P = 0,031, Fig. 6 b; t = 6,916, df = 38, p <0,001, figure 6 c). Ces résultats ont confirmé la fonction de Gluconobacter sp. souche CDF1 pour favoriser le développement des mouches et la pourriture des fruits.
Effets de la souche CDF1 de Gluconobacter cerinus sur le développement des bananes et des mouches. Un effet de Gluconobacter sp. sur la banane. b Effet de la souche CDF1 de Gluconobacter cerinus sur le taux d'éclosion des mouches. c Effet de la souche CDF1 de Gluconobacter cerinus sur le poids des larves. Tr: oeufs de banane ou de mouche peints avec la souche CDF1 de Gluconobacter cerinus ; CK: oeufs de banane ou de mouche peints avec de l'eau stérile. * p <0,05; ** p <0,01
Discussion
Notre étude a testé une association hôte-symbiote typique entre la souche CDF1 de Gluconobacter cerinus, agent phytopathogène, et son hôte, B. dorsalis. Nous avons démontré que (i) le traitement antibiotique inhibait le taux d'éclosion des mouches et la croissance des mouches et le taux de pourriture des fruits, et (ii) la bactérie Gluconobacter pouvait affecter le taux d'éclosion, la croissance des mouches et le taux de pourriture des fruits. Nos résultats ont démontré un mécanisme par lequel un phytopathogène et un insecte hôte éprouvent une relation symbiotique bénéfique.
Contrairement aux mammifères, les insectes tels que Drosophila ne contiennent en moyenne pas plus de 30 taxons différenciés ou OTU basés sur les séquences (Chandler et al. 2011 ; Colman et al. 2012 ; Jones et al. 2013 ). Les protéobactéries et, en particulier, les Enterobacteriaceae ont été identifiées comme les associations microbiennes les plus répandues parmi de nombreux insectes (Moran et al. 2008 ). De plus, Drosophila , un diptère apparenté, est également dominée par une bactérie à l'acide acétique (Chandler et al. 2011 ). La souche CDF1 de Gluconobacter cerinus identifiée appartient à Acetobacteraceae dans notre étude qui corrobore la conclusion chez Drosophila. Les communautés bactériennes situées dans différentes parties de l'hôte ont des fonctions différentes. De nombreuses bactéries hébergées dans les intestins des insectes jouent un rôle nutritionnel important qui affecte leur développement, directement ou indirectement (Dillon et Dillon, 2004 ), tandis que d’autres bactéries infectant les organes de reproduction des insectes peuvent altérer la survie de l’hôte (Engelstädter et Hurst 2009 ). Ainsi, la fonction de la souche CDF1 de Gluconobacter cerinus dans B. dorsalis corrobore cette conclusion.
Les insectes ont établi différents types de relations avec des associés microbiens qui influencent les résultats des interactions entre insectes (Sugio et al. 2014 ). Les microbes peuvent modifier la biologie de leurs insectes hôtes, y compris leur métabolisme et leur comportement. Les rickettsies , un symbiote d'insectes, manipulent la reproduction des insectes hôtes, augmentant considérablement les performances des aleurodes infectées par rapport aux aleurodes non infectées (Himler et al. 2011 ). Les bactéries peuvent fournir une quantité accrue de protéines pour nourrir les insectes; des niveaux plus élevés de pourriture peuvent faciliter l'alimentation avec moins d'enzymes hôtes nécessaires pour décomposer les cellules, ou permettent aux larves de se disperser davantage et de ne pas autant concurrencer les autres larves, ou de sucre dans les fruits peut être quelque peu toxique et les bactéries consomment un effet d’assouplissement du sucre sur les larves (Huang et Douglas 2015 ). Dans nos recherches, nous avons constaté que la souche CDF1 de Gluconobacter cerinus, un phytopathogène, améliorait l’aptitude des mouches des fruits et avait des effets négatifs sur les fruits; nous avons donc besoin de plus de preuves pour élucider le mécanisme en cause.
Les microbes peuvent manipuler les plantes pour attirer les insectes vecteurs (Jordano 2012 ). En faisant fermenter ou en endommageant des esters de fruits, des alcools, des acides ou du dioxyde de carbone, ces substrats de fermentation sont utilisés non seulement comme ressource alimentaire, mais également comme site de reproduction et attirent ainsi la drosophile (Hamby et Becher 2016 ). Chez le coléoptère, une étude a révélé que les communautés microbiennes enrichies en gènes impliqués dans les terpénoïdes (synthétisés par le pin et toxiques pour le coléoptère) sont fortement associées à Dendroctonus ponderosae (Adams et al. 2013 ). Et il a été démontré que les bactéries associées à D. ponderosae métabolisent les monoterpènes et les acides diterpènes (Boone et al. 2013 ). Certains microbes peuvent non seulement supprimer les systèmes de défense des plantes, mais également modifier l'architecture et / ou la physiologie des plantes pour attirer les insectes (Sugio et al. 2014 ). Grâce à une série de mécanismes d'action complexes, le phytoplasme de la jaunisse jaune peut modifier la physiologie de sa plante hôte, ce qui le rend plus attrayant pour la ponte par le vecteur de la cicadelle, M. quadrilineatus (Bai et al. 2009 ; Sugio et al. 2011 ; Maclean et al. 2011) . 2014 ). La composition volatile des plantes peut même être modifiée par certains microbes et attirer ainsi les insectes. La composition volatile de pomme est modifiée par une souche de phytoplasme, Ca. P. mali, pour attirer Cacopsylla picta (Mayer et al. 2008 ), et une infection par Liberibacter peut induire la libération de salicylate de méthyle pour attirer D. citri (Mann et al. 2012 ). Cependant, les mécanismes par lesquels les microbes modifient les substances volatiles des plantes n’ont pas été complètement décrits. Par conséquent, davantage de preuves sont nécessaires pour prouver si la souche CDF1 de Gluconobacter cerinus peut modifier la physiologie ou la volatilité des fruits pour attirer les mouches.
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