-
GLOSSAIRE
556
- A.D.N.
- ABA
- ABATOL
- ABATOUL
- ABATTIS
- ABAXIAL
- ABERRANT
- ABIÉTAIE
- ABIOTIQUE
- ABLASTIE
- ABORIGÈNE
- ABORNEMENT
- ABORTIF
- ABREVIE
- ABRICOT
- ABRUPT
- ABRUPTEMENT
- ABRUPTINERVÉ
- ABRUPTIPENNÉE
- ABSCISE
- ABSCISSE
- ABSCISSION
- ABSCISSIQUE (ACIDE)
- ABSORBANT
- ABYSSALE
- ABYSSE
- ACAHUAL
- ACALICALE
- ACALICULÉ
- ACANTHAIRE
- ACANTHÉ
- ACANTHOCARPE
- ACANTHOCLADE
- ACANTHOPHORE
- ACANTHOPODE
- ACAROCÉCIDIES
- ACAULE
- ACAULESCENT
- ACCESCENT
- ACCOMMODAT
- ACÉTYLCHOLINE
- ACÉTYLE
- ACICULE
- ACIDE ASCORBIQUE
- ACRONYMIE
- ACROTONIE
- ACTINOMORPHE
- ACTINOPODA
- ACUMINE
- ADAXIAL
- ADENOCARCINOME
- ADN ribosomique
- ADULTE (FEUILLE)
- ADVENTICE
- AÉROBIE
- AÉROHALIN
- Aesculus hippocastanum « Paras
- AGAMOSPERMIE
- AGAMOSPERMIE GAMETOPHYTE
- AGAMOSPERMIE SPOROPHYTIQUE
- AGENT PHYTOPATHOGENE
- AIGUILLON
- AKÈNE
- ALBUMEN
- ALCALOÏDE
- ALCALOÏDE PYRROLIZIDINIQUE
- ALCALOÏDE TROPANIQUE
- ALLANTOÏNE
- ALLELE
- ALLERGENE
- ALLERGENICITER
- ALUMINOSILICATE
- AMIBOÏDE
- AMIDON
- AMINE
- AMOEBOZOA
- AMPHIBIA
- AMPHIHALIN
- AMPHITONIE
- AMPHITROPE
- AMPHIXÉNOSE
- AMYLACE
- ANABIOSE
- ANAÉROBIE
- ANAPHASE
- ANASTOMOSE
- ANATROPE
- ANDROCEE
- ANDROMONOIQUE
- ANEMOGAME
- ANGIOSPERME
- ANION
- ANISOCLADIE
- ANISOCYTIQUE
- ANISOPHYLLIE
- ANOMOCYTIQUE
- ANTERIEUR
- ANTHERE
- ANTHOCEROTOPHYTA
- ANTHOPHYTE
- ANTHROPOZOONOSE
- ANTICHOLINERGIQUE
- ANTIGÈNE
- APANAGE
- APEIRON
- APERTURE
- APEX
- APOMIXIES
- APOSÉMATISME
- APOSPORIE
- ARABINOSE
- ARCHAEA
- ARCHAEPLASTIDA
- ARCHÉGONE
- ARILLE
- ARTHROPODA – ARTHROPODE
- ASCOMYCÈTE
- ASYMÉTRIE
- ATOME
- ATYPIQUE
- AUTOGAME
- AUTOGAMIE
- AUTOHÉMORRHÉE
- AUTOSOME
- AUTOTROPHE
- AUTOTROPHIE
- AVOCYTE
- AXILLAIRE
- AXONÈME
- BACILLE – FORME
- BACTÉRIE
- BACTÉRIOCÉCIDIES
- BAIE
- BASALTE
- BASALTIQUE
- BASILAIRE
- BASITONIE
- BIFACIALE
- BIOCHIMIE
- BIODIVERSITÉ
- BIOLOGIE
- BIOMINÉRALISATION
- BIOSPHÈRE
- BIOTOPE
- BIOVAR
- Bivoltine
- BOCAGE
- BORE
- BOTANIQUE
- BRACTEE
- BROME
- BRYOPHYTA
- BRYOPHYTE
- CABOSSE
- CADUCIFOLIÉE
- CAECOTROPHIE
- CALCIUM
- CALICE
- CAMBIUM
- CAMBRIEN
- CAMPYLOTROPE
- CANALICULE
- CAPSULE
- CARPELLE
- CARPOPHORE
- CARYOCINÈSE
- CARYOPSE
- CARYOTYPE
- CASÉINE
- CATION
- CAULINAIRE
- CÉCIDIE
- CÉCIDOGÈNE
- CELLULE (biologie)
- CELLULE GERMINALE
- CELLULE SOMATIQUE
- CELLULOSE
- CEMAGREF - INSTITUT NATIONAL DE RECHERCHE EN SCIENCES ET TECHNOLOGIES POUR L'ENVIRONNEMENT ET L'AGRICULTURE
- CENOZOÏQUE
- CENTROMÈRE
- CESPITEUX
- CHAMAEPHYTE
- CHAROPHYTE
- CHAZALE
- CHÉLATION
- CHÊNAIE
- CHIMIOSYNTHESE
- CHIMIOTROPHE
- CHIMIOTROPHIE
- CHITINE
- CHLORE
- CHLORENCHYME
- CHLOROBIONTA – CHLOROBIONTE
- CHLOROPHYLLE
- CHLOROPHYTA
- CHLOROPLASTE
- CHROMATIDES
- CHROMATINE
- CHROME
- CHROMISTA
- CHROMOSOME
- CHRYSALIDE
- CILIOPHORA
- CIRCINOTROPE
- CIRCULATION THERMOHALINE
- CITRIFORME
- CLADE
- CLADOGENÈSE
- CLASSE - BIOLOGIE
- CLASSIFICATION
- CLASSIFICATION CLASSIQUE
- CLASSIFICATION DE RAUNKIER
- CLASSIFICATION PHYLOGÉNÉTIQUE
- CLASSIFICATION SCIENTIFIQUE DES ESPECES
- CLINOPYROXENE
- CNIDARIA
- CNIDOSPORIDIES
- COLEOCHAETALES
- COLLENCHYME
- COLLOÏDE
- COLLUVION
- CONFÉE
- COPROPHAGE
- COPROPHILE
- CORALLIFORME
- CORDIFORME
- CORDON OMBILICAL
- CORMOPHYTE
- CORTEX
- CORTICALE
- CORYMBIFORME
- CORYNEBACTERIUM
- COSMOPOLITE
- COTYLEDON
- CRISTALLOGRAPHIE
- CROISSANCE MONOPODIALE
- CRYOSOL
- CRYPTOGAME
- CRYSTALLOGRAPHIQUE
- CUPULE
- CUTICULE
- CUTINE
- CYANOBACTÉRIE
- CYCADOPHYTA
- CYCLOCYTIQUE
- CYCLOZOONOSE
- CYME
- CYNORHODON
- CYPRINODONTIFORMES
- CYTINELLE
- CYTOCHROME
- CYTOPLASME
- CYTOSOL
- CYTOSQUELETTE
- DECUSSEE
- DI-IODOTYROSINE
- DIACYTIQUE
- DIADELPHE
- DIAGEOTROPISME
- DIAGRAMME FLORAL
- DIAMINOBUTYRATE
- DIAPAUSE
- DICHASIUM
- DICHOTOMIQUE
- DICOTYLEDONE (MAGNOLIOPSIDA)
- DIÉCIE
- DIMORPHISME SEXUEL
- DIOÏQUE
- DIONYSOS
- DIPLOÏDE
- DISAMARE
- DISTIQUE
- DIURNES
- DIVISION
- DIVISION CELLULAIRE
- DIXÈNE
- DOMAINE – BIOLOGIE
- DOUBLE FÉCONDATION
- DRUPE
- DUALITE ONDE-CORPUSCULE
- DULÇAQUICOLE
- ÉCOLOGIE
- ECOSYSTEME
- ECTOPARASITE
- EDAPHIQUE
- EDEAGE
- ELECTROPHORESE
- ELLIPSOÏDE – AIGUILLON (BOTANI
- ELOPHYTE
- ELYTRE
- EMBRANCHEMENT – BIOLOGIE
- ÉNAULOPHYTE
- ENDOSPORE
- ENKYSTE
- ENKYSTEMENT
- ENSIFERA
- ENTOMOCÉCIDIES
- ENTOMOGAME
- ENTOMOGAMIE
- ENTOMOPHAGE
- ÉPICOTYLE
- ÉPIGENETIQUE
- EPINASTIE
- EPITYPE
- EQUISETIDAE
- EURASIATIQUE
- EURASIATIQUE
- EURASIE
- EURYHALIN
- EUTÉLIE
- EUTROPHE
- EUTROPHILE
- EXINE
- EXONDE
- EXTRÊMOPHILE
- FIPRONIL
- FOLIOLE
- FOLIOLULE
- FORAMINIFERA
- FUNDUS
- FUNICULE
- GAMÉTANGE
- GBIF
- GENOTYPE
- GÉOPHYTE
- GEOTROPISME
- GIBBERELLINE
- GLAUCOPHYTA
- GLOBOGÉRINE
- GLYCOPHYTE
- GUANGUE
- HALIN
- HALOARCULA
- HALOBACTERIUM
- HALOBIONTE
- HALOCOCCUS
- HALOFERAX
- HALOFOBE
- HALOPHILE
- HALOPHYTIQUE
- HALOTOLÉRANT
- HAPANTOTYPE
- HÉLIOZOAIRE
- HÉMIANATROPE
- HÉMICRYPTOPHYTE
- HÉMIZOONOSE
- HEMOCULTURE
- HÉMOLYMPHE
- HETEROMETABOLE
- HÉTÉROSPORIE
- HÉTÉROXYLÉ
- HÊTRAIE
- HILE
- HOLOTHURIE - CONCOMBRE DE MER
- HOLOTYPE
- HOLOZOONOSE
- HOPTÈNE
- HYDROCHORIE
- HYDROGÉOPHYTE
- HYDROHÉMICRYPTOPHYTES
- HYDROLYSE
- HYDROPHYTE
- HYDROTHÉROPHYTE
- HYDROXYLE
- HYMÉNOPHORE
- HYPOCOTYLE
- HYPONYME
- I.T.I.S
- ICONOTYPE
- INDÉHISCENT
- INFÉODÉ
- INFRAHALINE
- INFRAPHYLUM
- INFUSOIRE
- INOCULÉ
- ISOHALINE
- ISOLECTOTYPE
- ISONEOTYPE
- ISOSPORIE
- ISOTYPE
- IVERMECTINE
- LACTOBACILLUS
- LAGOMORPHE
- LECTOTYPE
- LENTIQUE
- LES PLANTES VASCULAIRES
- LÉTHARGIE
- LEUCOCYTE
- LIGNINE
- LITHOLOGIE
- LOI DE L’OSMOMÉTRIE
- LYCOPHYTA
- LYCOPODE
- LYCOPODINEE
- LYCOPODIOPHYTA
- MACRONUCLÉUS
- MACROPHANÉROPHYTE
- MANOBACTÉRIE
- MARAIS SALANT
- MARCHANTIOPHYTA
- MÉAT
- MÉGAPHANÉROPHYTE
- MÉGAPHORBIAIE EUTROPHILE
- MEMBRANE CELLULAIRE
- MÉSOHALINE
- MÉSOPHANÉROPHYTE
- MÉTABOLISME
- MÉTABOLITE SECONDAIRE
- MÉTAZOONOSE
- METHANE
- MICRONUCLÉUS
- MICROPHYLLE
- MICROPHYLUM
- MIGRATIONS AMPHIBIOTIQUES
- MIXOHALIN
- MONOCHASIUM
- MONOPHYLÉTIQUE
- MONOPODE
- MONYLOPHYTE
- MUCIGEL
- MYCÉTOPHAGE
- MYCOCÉCIDIES
- MYOFILAMENT
- NANOPHANÉROPHYTE
- NATRONOCOCCUS
- NECROMASSE
- NÉMATOCÉCIDIES
- NEOTYPE
- NOCARDIA
- NOM VERNACULAIRE
- NOMENCLATURE – BIOLOGIE
- NUMMULITE
- OLIGOHALINE
- ONOMATOPHORE
- OOPHAGIE
- OOTHEQUE – ŒUF D’INSECTE
- ORTHOGEOPISME
- ORTHOTROPE
- ORTOPTERA
- OVISCAPTE
- PALÉOZOÏQUE
- PARALECTOTYPE
- PARAPHYLÉTIQUE
- PARAPHYMATOCEROS
- PARASITOÏDE
- PARATYPE
- PARENCHYME CORTICAL
- PATHOLOGIE
- PECTINE
- PECTINOLYTIQUE
- PEPTIDOGLYCANE
- PERMAFROST
- PÉTIOLULE
- PHAGOCYTOSE
- PHANÉROPHYTE
- PHENOTYPE
- Phylogénie
- PHYMATOCEROS
- PHYTOFLAGELLE
- PHYTOHORMONE
- PHYTOPATHOGÈNE
- PHYTOPHAGE - HERBIVORE
- PHYTOPLANCTON
- PIRIFORME
- PLAGIOTROPE
- PLASMODE
- PLASMODESMOPHYTE
- PLECOPTERA
- PLEIOCHASIUM
- PLÉSIOMORPHE
- PODOSPERME
- POIL RACINAIRE
- POLYHALINE
- POLYMORPHISME
- POLYMORPHISME GENETIQUE
- POLYPHAGE
- POLYPHENISME
- PRASINOPHYCEAE
- Pratylenchus scribneri
- PRESSION OSMATIQUE
- PROEMBRYON
- PROGNATHISME
- PROLIXE
- PROTHALLE
- PROTOLOGUE
- PSEUDOBULBE
- PTERIDOPHYTA
- PUPE
- QUIESCENCE
- QUINOLIZIDINE
- RADIAIRE
- RADIOLARIA
- RAMIFICATION SYMPODIALE
- RAMIFICATION SYMPODIALE MONOCH
- RANG TAXONOMIQUE
- RAPHÉ
- RÈGNE – BIOLOGIE
- RHIZOFLAGELLÉS
- Rhizomycelium
- RHODOBIONTA – RHODOPHYTA
- RHYZODERME
- RIBOSOME
- SACCHAROLYTIQUE
- SALINE
- SAPROZOONOSE
- SAUMÂTRE
- SCATOMOPHAGE
- SCLERENCHYME
- SÉNESCENCE
- SEPSIE – SEPTICÉMIE
- SEPTENTRIONALE
- SEPTUM
- SESQUITERPÈNE
- SOLIFLUXION
- SOUS – EMBRANCHEMENT
- SPERMATOPHORE
- SPERMATOPHYLAX
- SPERMATOPHYTE
- SPHÉNOPHYTE
- SPINESCENT
- SPIRILLUM
- SPORANGE
- SPOROPHYTE
- SPOROZOAIRE
- SPORULENT
- STÉNOHALIN
- STERNITE - SCLERITE
- STIMULUS
- STIPULE
- STREPTOPHYTA
- SUBSTRAT
- SUPER-FAMILLE
- SUSPENSEUR
- SYMPODE
- SYMPODIAL – SYMPODIQUE
- Synapomorphie
- SYNAPOMORPHIE
- SYNTYPE
- TAUTONYME
- TERPÉNOÏDE
- THALLOPHYTE
- THÉROPHYTE
- TOPOTYPE
- TOXINE OEDÉMATOGÈNE
- TRACHÉIDE
- TRACHEOPHYTA
- TREBOUXIOPHYCEAE
- TRICHOBLASTE
- TUBE SEMINIFERE
- TYPE (BIOLOGIE)
- ULTRAHALINE
- ULTRAMICROBACTÉRIE
- XEROPHYTE
- ZOOANTHROPONOSE
- ZOOFLAGELLÉ
- ZOONOSE
- CLASSE DES BACTERIES 2
- CLASSIFICATION PHYLOGENETIQUE 1
- DEFINITIONS, CLASSIFICATION ET NOMENCLATURE DES BACTERIES 1
- DIVISON DU REGNE DES BACTERIES 1
- EUBACTERIA (CLASSIFICATION PHYLOGÉNÉTIQUE) 1
- FAMILLES DES BACTERIES 2
- GENRE DES BACTERIES 1
- GROUPE DE BACTERIES 1
-
NOMENCLATURE DES BACTERIES
105
- Acetobacter
- Acetobacter aceti
- Acetobacter cerevisiae
- Acetobacter cibinongensis
- Acetobacter Diazotrophicus
- Acetobacter estuniensis
- Acetobacter fabarum
- Acetobacter farinalis
- Acetobacter ghanensis
- Acetobacter indonesiensis
- Acetobacter lambici
- Acetobacter lovaniensis
- Acetobacter malorum
- Acetobacter nitrogenifigens
- Acetobacter oeni
- Acetobacter okinawensis
- Acetobacter orientalis
- Acetobacter orleanensis
- Acetobacter papayae
- Acetobacter pasteurianus
- Acetobacter peroxydans
- Acetobacter persici
- Acetobacter polyoxogenes
- Acetobacter pomorum
- Acetobacter senegalensis
- Acetobacter sicerae
- Acetobacter subgen
- Acetobacter syzygii
- Acetobacter thailandicus
- Acetobacter tropicalis
- Acinetobacter calcoaceticus
- Actinomyces
- Agrobacterium
- Bacillus alcalophilus
- Bacillus anthracis
- Bacillus cereus
- Bacillus circulans
- Bacillus megaterium
- Bacillus mycoides
- Bacillus pseudomycoides
- Bacillus sp.
- Bacillus sphaericus
- Bacillus thuringiensis
- Bacillus thuringiensis kurstaki
- Bacillus weihenstephanensis
- Bactéries à gram positif
- Bactéries foliaires
- Candidatus
- Clavibacter michiganensis
- Clavibacter michiganensis subs
- Dickeya Solani
- Gluconacetobacter entanii
- Gluconacetobacter europaeus
- Gluconacetobacter hansenii
- Gluconacetobacter intermedius
- Gluconacetobacter johannae
- Gluconacetobacter liquefaciens
- Gluconacetobacter oboediens
- Gluconacetobacter xylinus
- Gluconobacter
- Gluconobacter albidus
- Gluconobacter asaii
- Gluconobacter cerevisiae
- Gluconobacter cerinus
- Gluconobacter frateurii
- Gluconobacter japonicus
- Gluconobacter kanchanaburiensi
- Gluconobacter kondonii
- Gluconobacter morbifer
- Gluconobacter oxydans
- Gluconobacter thailandicus
- Lactobacillus brevis
- Lactobacillus buchneri
- Lactobacillus casei
- Lactobacillus curvatus
- Lactobacillus delbrueckii
- Lactobacillus diolivorans
- Lactobacillus fermentum
- Lactobacillus fructivorans
- Lactobacillus jensenii
- Lactobacillus kunkeei
- Lactobacillus leichmannii
- Lactobacillus mali
- Lactobacillus nagelii
- Lactobacillus paracasei
- Lactobacillus plantarum
- Lactobacillus vini
- Lysinibacillus sphaericus
- Oenococcus oeni
- Pectobacterium carotovorum
- Pediococcus damnosus
- Pseudomonas fluorescens
- Ralstonia solanacearum
- Streptobacillus moniliformis
- Streptomyces
- Streptomyces acidiscabies
- Streptomyces europaeiscabiei
- Streptomyces ipomoeae
- Streptomyces luridiscabiei
- Streptomyces niveiscabiei
- Streptomyces puniciscabiei
- Streptomyces reticuliscabiei
- Streptomyces scabies
- Streptomyces stelliscabiei
- Streptomyces turgescabies
- ORDRE DES BACTERIES 0
-
LES BOTANISTES
85
- Acharius Erik
- Acuna Galé Julian Baldomero
- Adam Johannes Michael Friedrich
- Adamson Michel
- Adamson Robert Stephen
- Afzelius Adam
- Agardh Carl Adolph
- Agardh Jacob Georg
- Ager Nicolas
- Agosti Giuseppe
- Airy Shaw Herbert Kenneth
- Aitchison James Edward Tierney
- Aiton William
- AitonWilliam Townsend
- Ake Assi Laurent
- Al-Baitar Abu Muhammad
- Albertini Johannes Baptista Von
- Albow Nikolai Michailowitsch
- Alderwerelt Van Rosenburgh Cornelis Rugier Willem Karen Van
- Aldrovandi Ulisse
- Alexandre Paul
- Allamand Frédéric-Louis
- Allard Gaston
- Allemão Francisco Freire
- Allemend Jules
- Allioni Carlo
- Allorge Pierre
- Alpini Prospero
- Alston Arthur Hugh Garfit
- Alston Charles
- Alzate Jose Antonio
- Ambrosini Bartolomeo
- Amman Johann
- Amoreux Pierre-Joseph
- Anaxagore
- Anaximandre
- Anderson Edgar Shannon
- Anderson James
- Andrews Henry Charles
- Andrews Henry Nathaniel
- Anguillara Luigi
- Antoine Franz
- Arber Agnes
- Arduino Pietro
- Arechavaleta Y Balpardo
- Arenes Jean
- Armen Takhtajan
- Arnold Chester Arthur
- Berkeley Miles Joseph
- Blume Carl Ludwig
- Brongniart Adolphe Théodore
- Brongniart Alexandre
- Cooke Mordecai Cubitt
- Delastre Charles Jean Louis
- Dumortier Barthélemy Charles J
- Empédocle
- Engler Adolf
- Fuckel Karl Wilhelm Gottlieb L
- Gilg Ernst Friedrich
- Harms Hermann
- Jacquin Nikolaus Joseph von
- Johannsen Ludvig Wilhelm
- Johansson Carl Johan
- Jussieu Adrien
- Jussieu Antoine
- Jussieu Antoine-Laurent
- Jussieu Bernard
- Jussieu Joseph
- Leighton William Alport
- Linné Carl Von
- Lintchevski Igor Alexandrovitc
- Martynov Ivan
- Meyer Ernst Heinrich Friedrich
- Meyer Georg Friedrich Wilhelm
- Nakai Takenoshin
- Phillips William
- Plowright Charles Bagge
- Ravenel Henry William
- Taphrina athyrii
- Tulasne Charles
- Tulasne Edmond
- Vest Loreng Chysanth Von
- Voigt Friedrich Siegmund
- Voigt Joachim Johann Otto
- Werdermann Erich
- LISTE DES BOTANISTES 1
- LES ORDRES DES INSECTES 1
- LES SUPER-ORDRES DES INSECTES 1
-
LES FAMILLES DES INSECTES
81
- Acrididae
- Aderidae
- Alexiidae
- Alleculidae
- Anobiidae
- Anthicidae
- Anthribidae
- Apionidae
- Aspidiphoridae
- Biphyllidae
- Bostrichidae
- Bruchidae
- Bruchinae
- Buprestidae
- Byrrhidae
- Cantharidae
- Carabidae
- Cerambycidae (Capricornes, Longicornes)
- Cholevinae
- Chrysomelidae
- Cicadidae
- Ciidae
- Clambidae
- Cleridae
- Coccinellidae
- Colydiidae
- Cryptophagidae
- Curculionidae
- Dermestidae
- Derodontidae
- Dytiscidae
- Elateridae
- Elmidae
- Erebidae
- Eucnemidae
- Gracillariidae
- Heterodera medicaginis
- Histeridae
- Hydraenidae
- Hydrophilidae
- Kateretidae
- Laemophloeidae
- Languriidae
- Latridiidae
- Leiodidae
- Limnichidae
- Lycidae
- Lyctidae
- Malachiinae – Malachiidae
- Melandryidae
- Meloidae
- Melyridae
- Monotomidae
- Mordellidae
- Nicrophorinae
- Nitidulidae
- Noctuidae
- Oedemeridae
- Phalacridae
- Phloiophilidae
- Pselaphidae
- Ptiliidae
- Rhynchitidae
- Scarabaeidae
- Scirtidae
- Scolytidae
- Scraptiidae
- Scydmaenidae
- Silphidae
- Silphinae
- Silvanidae
- Sphindidae
- Sphingidae
- Staphylinidae
- Staphylinoidea
- Tenebrionidae
- Throscidae
- Tortricidae
- Trogossitidae
- Urodidae
- Urodontinae
-
LES SOUS-FAMILLES DES INSECTES
50
- Anthicinae
- Anthiinae (Carabidae)
- Anthribinae
- Brachininae
- Buprestinae
- Caelifera
- Calliptaminae
- Carabinae
- Catantopinae
- Chalcophorinae
- Choraginae
- Chrysobothrinae
- Chrysochroinae
- Copiocerinae
- Coptacrinae
- Cyrtacanthacridinae
- Egnatiinae
- Elaphrinae
- Eremogryllinae
- Eucradinae
- Euryphyminae
- Eyprepocnemidinae
- Galbellinae
- Gomphocerinae
- Habrocneminae
- Harpalinae
- Hemiacridinae
- Julodinae
- Lepturinae
- Lepturini
- Leptysminae
- Marellia remipes
- Melanoplinae
- Nebriinae
- Oedipodinae
- Ommatolampinae
- Oxyinae
- Pauliniinae
- Paussinae
- Platyninae
- Polycestinae
- Proctolabinae
- Psydrinae
- Pterostichinae
- Ptininae
- Rhytidochrotinae
- Spathosterninae
- Teratodinae
- Tropidopolinae
- Urodontinae
- LES SOUS-ORDRES DES INSECTES 1
- LES SUPER-ORDRES DES INSECTES 0
- LA CLASSIFICATION DES INSECTES 4
-
NOMENCLATURE DES INSECTES
382
- Aaata
- Abacetus
- Abax
- Abax parallelepipedus
- Abia candens
- Abia sericea
- Abraxas grossulariata
- Abrostola tripartita
- Acalitus phloecoptes (Acarien des bourgeons du prunier)
- Acanthaclisis baetica (Fourmilions)
- Acanthaclisis occitanica
- Acanthocinus aedilis (Acanthocine charpentier)
- Acanthocinus griseus
- Acantholyda erythrocephala
- Acanthoscelides obtectus (Bruche du haricot)
- Acanthosoma haemorrhoidale
- Acaromimus
- Acaromimus americanus
- Acherontia atropos (Sphinx tête de mort)
- Acheta domesticus (Grillon domestique)
- Acilius sulcatus
- Acleris
- Aclypea opaca - Blitophaga opaca- Silpha opaca (Silphe de la betterave)
- Acrida
- Acrida ungarica
- Acrocera orbicula
- Acrolepiopsis assectella (La teigne du poireau)
- Acronicta leporina
- Acrotylus insubricus
- Aculops lycopersici - Vasates lycopersici - Vasates destructor (agent de l'acariose bronzé de la tomate)
- Aculus schlechtendali - Arachnida - Acari - Eriophyidae (Phytopte libre du pommier)
- Acyrthosiphon pisum - Macrosiphum - Acyrthosiphon onobrychis (Puceron vert ou rose du pois)
- Aderus
- Adoxophyes orana - Capua réticulana (Tordeuse capua de la pelure)
- Aedes albopictus - Stegomyia albopicta - Moustique-tigre
- Aglaope infausta (Zygène de l'amandier)
- Agonum
- Agrilus
- Agriotes lineatus (Taupin)
- Agromyza (Mouches mineuses)
- Agrotis ipsilon - Agrotis ypsilon - Lycophotia ipsilon - Scotia ipsilon (Noctuelle ipsilon)
- Agrotis segetum - Scotia segetum - Feltia segetum (Noctuelle des moissons)
- Aleochara bilineata
- Aleurobus olivinus Silvestri (Aleurode noir de l'olivier)
- Aleurothrixus floccosus (Aleurode floconneux des citrus)
- Althaesia
- Amara
- Amara aenea
- Amara aulica
- Amara familiaris
- Anarsia lineatella (Petite mineuse du pêcher
- Anobium
- Anobium punctatum - Vrillette domestique
- Anobocaelus
- Antheraea pernyi - Ver à soie Tussah
- Antheraea yamamai - Saturnie du chêne du Japon
- Anthia mannerheimi
- Anthia wayheimi
- Anthonomus grandis (Charançon du cotonnier)
- Anthonomus pomorum (Anthonome du pommier)
- Anthonomus pyri (Anthonome du pommier)
- Anthonomus rubi (Anthonome du fraisier et du framboisier)
- Aonidiella aurantii - Aspidiotus aurantii (Pou de Californie)
- Aphaerata pallipes
- Aphanostigma piri (Phylloxéra du poirier)
- Aphelanchoïde ritzemabosi (L'anguillule ou nématode du chrysanthème)
- Aphelanchoïdes
- Aphelenchoides fragariae - Aphelanchoides olesistus - Aphelanchus fragariae - Aphelanchus olesistus (Anguillule du fraisier et des fougères)
- Aphis craccivora - Aphis laburni - Aphis medicaginis (Puceron noir de la luzerne)
- Aphis fabae Scopoli - Doralis fabae (puceron noir de la fève)
- Aphis forbesi Weed - Cerosipha forbesi (Puceron vert du fraisier, Puceron des racines du fraisier)
- Aphis gossypii Glover - Cerosipha gossypii (Puceron du cotonnier, Puceron du melon)
- Aphis grossulariae Kaltenbach - Aphidula grossulariae (Puceron vert du groseillier épineux)
- Aphis nasturtii Kaltenbach - Aphidula rhamni (Puceron du nerprun)
- Aphis pomi - Aphis mali - Aphidula pomi - Doralis pomi (Puceron vert non migrant du pommier)
- Aphis schneideri (Groseille à maquereau - puceron du saule)
- Aphis spiraecola Pagenstecher - Aphis citricola (Puceron vert des citrus, Puceron des spirées)
- Apion
- Apion carduorum - Ceratapion carduorum (Apion de l'artichaut)
- Apion pisi (Apion des bourgeons du pois, Apion du pois)
- Apion trifolii - Apion aestivum Germar (Petit Apion du trèfle)
- Aptinoderus
- Aptinoderus cyaneus
- Aptinoderus cyanipennis
- Aptinoderus funebris
- Aptinoderus umvotianus
- Aptinus
- Aptinus acutangulus
- Aptinus bombarda - Scarabée bombarde noir
- Aptinus cordicollis
- Aptinus creticus
- Aptinus hovorkai
- Aptinus lugubris
- Aptinus merditanus
- Araecerus
- Araecerus constans
- Araecerus cumingi
- Araecerus fasciculatus - coffea
- Araecerus levipennis
- Araecerus varians
- Araecerus vieillardi
- Archips podana – Cacoecia podana (Tordeuse des fruits)
- Archips rosana - Cacoecia rosana - Choristoneura rosanaceana (Tordeuse des buissons)
- Argyrotaenia ljungiana -Argyrotaenia pulchellana - Eulia pulchellana (Petite tordeuse de la grappe)
- Ariotus
- Ariotus luteolus
- Ariotus quercicola
- Ariotus subtropicus
- Aspidiotus nerii Bouché (Cochenille du laurier-rose)
- Athalia rosae - Athalia colibri (Tenthrède de la rave)
- Atomaria linearis (Atomaire de la betterave)
- Aulacorthum solani -Dysaulacorthum vincae (Puceron strié de la digitale et de la pomme de terre, Puceron à taches vertes de la pomme de terre)
- Autographa gamma - Phytometra gamma - Plusia gamma (Noctuelle gamma)
- Bemisia tabaci (Aleurode du tabac)
- Blaberus
- Blaberus craniifer
- Blaberus discoidalis
- Blaberus giganteus
- Blaniulus guttulatus (Blaniule mouchetée)
- Brachinulus
- Brachinus
- Brachinus adustipennis
- Brachinus albarracinus
- Brachinus alexandri
- Brachinus alexiguus
- Brachinus alexiguus
- Brachinus alternans
- Brachinus americanus
- Brachinus andalusiacus
- Brachinus angustatus
- Brachinus baeticus
- Brachinus bellicosus
- Brachinus berytensis
- Brachinus cibolensis
- Brachinus costipennis
- Brachinus crepitans
- Brachinus cyanipennis
- Brachinus cyanochroaticus
- Brachinus efflans
- Brachinus ejaculans
- Brachinus elegans
- Brachinus elongatulus
- Brachinus favicollis
- Brachinus fulminatus
- Brachinus fumans
- Brachinus geniculatus
- Brachinus hirsutus
- Brachinus imporcitis
- Brachinus italicus
- Brachinus janthinipennis
- Brachinus lareralis
- Brachinus medius
- Brachinus mexicanus
- Brachinus nigricornis
- Brachinus olgae
- Brachinus pateri
- Brachinus patruelis
- Brachinus pecoudi
- Brachinus pectoralis
- Brachinus phaeocerus
- Brachinus plagiatus
- Brachinus psophia
- Brachinus quadripennis
- Brachinus rugipennis
- Brachinus testaceus
- Brachinus texanus
- Brachinus turkestanicus
- Brachinus vulcanoides
- Brachycaudus cardui - Brachycaudus lateralis - Anuraphis cardui (Puceron de l'artichaut)
- Brachycaudus helichrysi - Anuraphis helichrysi (Puceron vert du prunier)
- Brachycaudus persicae - Brachycaudus persicaecola (Puceron noir du pêcher)
- Brachycaudus prunicola - Appelia prunicola (Puceron brun du pêcher, Puceron brun du prunier)
- Brachycorynella asparagi - Brachycolus asparagi (Puceron de l'asperge)
- Brachynillus
- Brevicoryne brassicae (Puceron cendré du chou)
- Bruchus pisorum (Bruche du pois)
- Bruchus rufimanus (Bruche de la fève)
- Bruchus signaticornis - Bruchus pallidicornis (Bruche des lentilles)
- Byrrhus pilula
- Byturus urbanus - Byturus tomentosus (Ver des framboises)
- Cacopsylla pyri - Psylla pyri (Psylle commun du poirier)
- Calepitrimerus vitis - Phyllocoptes vitis - Epitrimerus vitis (Phytopte de l'acariose de la vigne)
- Calleida punctata
- Calliptamus italicus
- Calomera littoralis
- Calosoma
- Calosoma sycophanta
- Cameraria ohridella - Mineuse du marronnier
- Cantharis
- Cantharis cryptica
- Cantharis fusca
- Capitophorus horni (Puceron vert de l'artichaut)
- Capnodis tenebrionis (Capnode)
- Carabus auratus - Carabe doré
- Cecidophyopsis ribis (Westwood) - Cecidophyes ribis, Eriophyes ribis, Phytoptus ribis (Phytopte du cassissier)
- Cecidophyopsis ribis - Cecidophyes ribis, Eriophyes ribis, Phytoptus ribis (Phytopte du cassissier)
- Ceratitis capitata (Wiedemann) – (Cératite, Mouche méditerranéenne des fruits)
- Ceroplastes rusci (Charançon des siliques de colza)
- Ceuthorhynchus assimilis – (Charançon des siliques de colza)
- Choragus
- Choragus exophthalmus
- Choragus harrisi
- Choragus major
- Choragus sayi
- Choragus striolatus
- Choragus zimmermanni
- Cicindela campestris
- Cicindela chinensis
- Cicindela hybrida
- Cicindela sexguttata - cincindele a six points
- Coccoidea
- Coenosia tigrina
- Colilodion schulzi
- Coraebus
- Crepidogaster
- Crepidogastrillus
- Crepidogastrinus
- Crepidolomus
- Crepidonellus
- Cryptomyzus ribis -Myzus ribis - Capitophorus ribis - Rhopalosiphum ribis (Puceron jaune du groseillier)
- Cteniopus
- Cteniopus sulphureus
- Cychrus
- Cychrus caraboides
- Cydalima perspectalis (Pyrale du buis)
- Cylindera minuta
- Dacnusa gracilis
- Delia antiqua - Phorbia antiqu
- Diphyus
- Ditylenchus dipsaci (Nématode des tiges et des bulbes)
- Epitrix cucumeris
- Ernobius
- Euderopus
- Euxenus
- Euxenus ater
- Euxenus punctatus
- Gomphocerus sibricus
- Gonicoélus
- Habroloma
- Harpalinae
- Harpalus
- Harpalus affinis
- Heliotaurus
- Heterodera avenae (Nématode des céréales)
- Heterodera carotae
- Heterodera ciceri
- Heterodera cruciferae
- Heterodera fici (Nématode à kyste)
- Heterodera glycines
- Heterodera goettingiana
- Heterodera medicaginis
- Heterodera oryzae
- heterodera rostochiensis
- Heterodera sacchari
- Heterodera schachtii
- Heterodera tabacum
- Heterodera trifolii
- Heterodia rostochiensis
- Hiperantha testacea
- Holometabola
- Homotrysis
- Ichneumon
- Ichneumon extenseur
- Ichneumon wasps (guêpes d’ichneumon)
- Ichneumon xanthorius
- Ichneumonoidea
- Julodis
- Lasioderma
- Lebia
- Lebia cruxminor
- Leptinotarsa decemlineata – Doryphore
- Leptoglossus occidentalis (Punaise du pin)
- Lomaspilis marginata (La marginée ou bordure entrecoupée)
- Loricera
- Loxotropa
- Lymantrichneumon disparis
- Marellia remipes
- Mastax
- Mastax albonotata
- Mastax alternans
- Mastax annulata
- Mastax brittoni
- Mastax burgeoni
- Mastax Carissima
- Mastax confusa
- Mastax congoensis
- Mastax elegantula
- Mastax en Floride
- Mastax euanthes
- Mastax extrema
- Mastax Formosana
- Mastax forteculpta
- Mastax fulvonotata
- Mastax gestroi
- Mastax Hargreavesi
- Mastax histrio
- Mastax Humilis
- Mastax Kivuensis
- Mastax Klapperichi
- Mastax Kulti
- Mastax laeviceps
- Mastax latefasciata
- Mastax liebkei
- Mastax louwerensi
- Mastax Moesta
- Mastax nana
- Mastax nepalensis
- Mastax okavango
- Mastax ornata
- Mastax ornatella
- Mastax pakistana
- Mastax parreyssi
- Mastax philippina
- Mastax poecila
- Mastax pulchella
- Mastax pygmaea
- Mastax Raffrayi
- Mastax Rawalpindi
- Mastax royi
- Mastax rugiceps
- Mastax saganicola
- Mastax senegalensis
- Mastax striaticeps
- Mastax subornatella
- Mastax sudanica
- Mastax tessmanni
- Mastax Thermarum
- Mastax tratorius
- Mastax vegeta
- Mecyclothorax
- Megacephala carolina
- Melanaphis pyrarius - Geoktapia pyrarius - Aphis pyrastri Boisduval - Melanaphis pyraria (Puceron brun du poirier)
- Meloidogyne (Nématode à galles des racines)
- Meloidogyne hapla
- Meloidogyne incognita
- Mengea tertiaria
- Nasonovia ribisnigri - Aphis lactucae (Puceron de la laitue)
- Nebria
- Nebriinae
- Notiophilus
- Notiophilus biguttatus
- Notiophilus palustris
- Notiophilus rufipes
- Odacantha
- Odacantha melanura
- Otiorhynchus cribricollis Gyllenhall - Arammichnus cribricollis - Otiorhynchus terrestris Marseul (Otiorhynque de l'olivier)
- Oxymirus cursor
- Perapion
- Pheropsophus
- Pheropsophus aequinoctialis
- Pheropsophus africanus
- Pheropsophus jessoensis
- Philophylla heraclei (Acidia heraclei) (Mouche du céleri)
- Phytomyza gymnostoma
- Plecoptera
- Pratylenchus
- Pseudaulacaspis pentagona Targioni -Aulacaspis pentagona - Diaspis pentagona (Cochenille du mûrier)
- Psila rosae
- Ptinomorphus
- Ptinus
- Quadraspidiotus perniciosus - Aspidiotus perniciosus - Diaspidiotus perniciosus (Pou de San-José)
- Rhagium inquisitor
- Rhopalapion longirostre - Apion des roses trémières
- Rosalia alpina (Rosalie des Alpes)
- Samia cynthia - Bombyx de l'ailante
- Scatophaga stercoraria
- Sitobion avenae - Aphis avenae - Macrosiphum - Siphonophora cerealis (Puceron des épis de céréales)
- Stegobium paniceum - Vrillette du pain, Vrillette boulangère, Stégobie des pharmacies
- Stenocorus meridianus
- Sternocera
- Strepsiptera
- Stylopidae
- Styphlodrome
- Styphlomerus
- Symphyta (Mouche à scie)
- Synanthedon tipuliformis - Aegeria tipuliformis - Conopia tipuliformis (Sésie du groseillier)
- Tetranychus mcdanieli (Tétranyque de McDaniel)
- Therates – les taux
- Triozocera mexicana
- Urodontus
- Urodontus rotundicollis
- Vespa velutina (Frelon asiatique)
- INTRODUCTION 1
- LES SOUS-ESPECES DES INSECTES 1
- LES TRIBUS DES INSECTES 3
- LES SOUS-CLASSES 2
- LES CLASSES 1
- LES ORDRES DES INSECTES 0
- LES INSECTES
LES ANIMAUX NUISIBLES AUX PLANTES ORNEMENTALES
- GÉNÉRALITÉS SUR LES NÉMATODES 1
-
LES NEMATODES
36
- Anguina tritici
- Aphelanchoides fragariae
- Aphelenchoïdes ritzema-bosi
- Criconema mutabile – Nematoda
- Ditylenchus destructor
- Ditylenchus dipsaci – le némat
- Ditylenchus myceliophagus
- Dorylaimida
- Globodera
- Globodera pallida
- Heterodera arenaria
- Heterodera avenae
- Heterodera cacti
- Heterodera carotae
- Heterodera cruciferae
- Heterodera fici – Les nématode
- Heterodera goettingiana
- Heterodera sacchari
- Longidorus
- Meloïdogyne hapla – Les némato
- Meloïdogyne incognita
- Meloïdogyne javanica
- Paratylenchus hamatus - némato
- Paratylenchus – Les nématodes
- Pratylenchus convallariae
- Pratylenchus penetrans – Les n
- Pratylenchus pratensis
- Pratylenchus scribneri
- Pratylenchus vulnus -
- Radopholus similis
- Rotylenchulus reniformis
- Trichodorus
- Tylenchida
- Tylenchulus semipenetrans
- Xiphinema
- Xiphinema index
-
NOMENCLATURE DES MALADIES CRYPTOGAMIQUE
265
- Acremonium strictum
- Aecidium cantensis
- Aecidium foeniculi
- Alternaria
- Alternaria alternata
- Alternaria brassicae
- Alternaria brassicicola
- Alternaria carthami
- Alternaria chrysanthemi
- Alternaria cichorii
- Alternaria citri
- Alternaria dauci
- Alternaria helianthi
- Alternaria macrospora
- Alternaria mali
- Alternaria passiflorae
- Alternaria porri
- Alternaria radicina
- Alternaria ricini
- Alternaria solani
- Alternaria tomato
- Alternaria tomatophila
- Alternaria triticina
- Alternariose
- Alternariose (2)
- Anthracnose
- Apiospora montagnei
- Ascochyta graminea
- Ascochyta hordei
- Ascochyta sorghi
- Ascochyta tritici
- Asparagine Ascochyta
- Asperges Cercospora
- Aspergillus flavus
- Aspergillus glaucus
- Aspergillus niger
- Athelia arachnoidea
- Athelia rolfsii
- Blumeria graminis
- Botryotinia fuckeliana
- Botrytis
- Botrytis cinerea (Pourriture g
- Cephalosporium gramineum
- Ceratobasidium cereale
- Ceratobasidium cornigerum
- Cercospora carotae
- Cercospora longissima (Cercosp
- Cercospora solani
- Chancre
- Choanephora cucurbitarum
- Cladosporiose
- Claviceps purpurea
- Clonostachys rosea f. rosea
- Cochliobolus lunatus
- Cochliobolus sativus
- Cochliobolus tuberculatus
- Colletotrichum
- Colletotrichum acutatum
- Colletotrichum circinans
- Colletotrichum coccodes (Pourr
- Colletotrichum dematiumf. spin
- Colletotrichum gloeosporioides
- Colletotrichum graminicola
- Colletotrichum kahawae
- Colletotrichum musae
- Colletotrichum trifolii
- Cunninghamella
- Cunninghamella binarieae
- Curvularia inaequalis
- Curvularia pallescens
- Curvularia senegalensis
- Cylindrocarpon radicicola
- Diaporthe arctii
- Drechslera teres f. maculata
- Drechslera wirreganensis
- Elsinoe ampelina
- Elsinoë australis
- Elsinoë batatas
- Elsinoë veneta
- Entomosporiose
- Erysiphe betae
- Erysiphe cichoracearum
- Erysiphe heraclei
- Esca
- Eutypa lata
- Eutypa leptoplaca
- Eutypiose
- Fusariose
- Fusarium
- Fusarium culmorum
- Fusarium oxysporum
- Fusarium proliferatum
- Fusarium redolens
- Fusarium solani
- Fusarium verticillioides
- Gaeumannomyces graminis var. t
- Geotrichum candidum
- Gibberella acuminata
- Gibberella avenacea
- Gibberella fujikuroi
- Gibberella pulicaris
- Gibberella zeae
- Globisporangium sylvaticum
- Gloeosporium orbiculare - Ant
- Glomerella acutata
- Glomerella cingulata
- Glomerella graminicola
- Glomerella lagenarium
- Glomerella tucumanensis
- Hansfordia pulvinata
- Helicobasidium purpureum
- Helminthosporium solani
- Hyaloperonospora parasitica
- Hymenoscyphus fraxineus
- Kabatiella caulivora
- Khuskia oryzae
- Laetisaria fuciformis
- Lasiodiplodia theobromae
- Leptosphaeria libanotis
- Macrophomina phaseolina
- Marasmiellus
- Marssonina
- Microdochium panattonianum
- Monographella nivalis var. niv
- Mycocentrospora acerina
- Mycovellosiella concors
- Myrothecium roridum (Taches su
- Nectria cinnabarina
- Neofabraea alba - Gloeosporios
- Olpidium brassicae
- Passalora fulva
- Penicillium aurantiogriseum
- Penicillium expansum
- Peronosclerospora philippinens
- Peronosclerospora sacchari
- Peronosclerospora sorghi
- Phaeosphaeria avenaria f.sp. t
- Phaeosphaeria nodorum
- Phoma exigua var. exigua
- Phoma exigua var. foveata
- Phomopsis asparagi
- Phomopsis asparagicola
- Phomopsis javanica
- Phymatotrichopsis omnivora
- Physoderma maydis
- Phytophthora
- Phytophthora cactorum
- Phytophthora cryptogea
- Phytophthora drechsleri
- Phytophthora erythroseptica
- Phytophthora infestans
- Phytophthora megasperma
- Phytophthora nicotianae
- Plasmopara nivea
- Plasmopara viticola
- Pleospora herbarum
- Pleosporaceae
- Polyscytalum pustulans
- Pseudocochliobolus eragrostidi
- Pseudoseptoria donacis
- Puccinia asparagi
- Puccinia coronata
- Puccinia graminis
- Puccinia hordei
- Puccinia pittieriana
- Puccinia striiformis f. sp. Ho
- Pyrenophora graminea
- Pyrenophora teres
- Pyrenophora tritici-repentis
- Pythium
- Pythium aphanidermatum
- Pythium arhénomanes
- Pythium debaryanum
- Pythium deliense
- Pythium graminicola
- Pythium irregulare
- Pythium iwayamae
- Pythium paddicum
- Pythium paroecandrum
- Pythium sulcatum
- Pythium tardicrescens
- Pythium ultimum var. ultimum
- Pythium violae
- Ramularia
- Rhizoctonia
- Rhizoctonia solani
- Rhizopus arrhizus
- Rhizopus stolonifer
- Rhynchosporium secalis
- Rhytisma acerinum
- Rosellinia
- Rouilles autoïques et hétéroïq
- Sclerophthora macrospora
- Sclerophthora raysiae
- Sclerospora graminicola
- Sclerotinia borealis
- Sclerotinia minor
- Sclerotinia sclerotiorum
- Septoria lactucae (Septoriose)
- Septoria malagutii
- Septoria passerinii
- Siphomycete
- Sordaria macrospora
- Sphaceloma arachidis
- Sphaceloma perseae
- Sphacelothera rerliana
- Spongospora subterranea
- Stagonospora avenae f.sp. trit
- Stegophora ulmea
- Stemphyllium botryosum f. lact
- Stigmina carpophila - Criblure
- Synchytrium endobioticum
- Tapesia yallundae
- Taphrina acericola
- Taphrina acerina
- Taphrina aceris
- Taphrina aesculi
- Taphrina alni - Cloque des cha
- Taphrina amelanchieris
- Taphrina americana
- Taphrina amplians
- Taphrina andina
- Taphrina athyrii
- Taphrina blechni
- Taphrina bullata
- Taphrina caerulescens - Cloque
- Taphrina carpini
- Taphrina crataegi
- Taphrina deformans - Cloque du
- Taphrina epiphylla
- Taphrina osmundae
- Taphrina populina
- Taphrina potentillae
- Taphrina pruni
- Taphrina pseudoplatani
- Taphrina sadebeckii - Petite c
- Taphrina Sorbi
- Taphrina tosquinetii - Grande
- Taphrina ulmi
- Taphrina vestergrenii
- Thecaphora solani
- Thielaviopsis basicola
- Tilletia controversa
- Trichothecium roseum
- Typhula
- Typhula idahoensis
- Typhula incarnata
- Typhula ishikariensis
- Typhula variabilis
- Ulocladium atrum
- Ulocladium chartarum
- Uromyces graminis
- Uromyces lineolatus subsp. Nea
- Ustilago avenae
- Ustilago hordei
- Ustilago maydis
- Ustilago nigra
- Ustilago nuda
- Ustilago tritici
- Vasates quadripedes
- Verticilliose
- Verticillium albo-atrum
- Verticillium dahliae
- Vesicarium Stemphylium
- Zopfia rhizophila
- INTRODUCTION SUR LES MALADIES CRYPTOGAMIQUE 2
-
NOMENCLATURE DES ARBRES
460
- Abarema
- Abarema abbotii
- Abarema abeywickramae
- Abarema acreana
- Abarema adenophora
- Abarema adenophorum
- Abarema agropecuaria
- Abarema alexandri
- Abarema angulata
- Abarema arborescens
- Abarema aspleniifolia
- Abarema auriculata
- Abarema barbouriana
- Abarema bauchei
- Abarema bigemina
- Abarema borneensis
- Abarema brachystachya
- Abarema callejasii
- Abarema campestris
- Abarema celebica
- Abarema centiflora
- Abarema claviflora
- Abarema clypearia
- Abarema cochleata Nouveau
- Abarema cochliocarpos
- Abarema commutata
- Abarema contorta
- Abarema cordifolia
- Abarema crateradena
- Abarema cuneadena
- Abarema curvicarpa
- Abarema cyclosperma
- Abarema dalatensis
- Abarema dodonaeifolia
- Abarema dolichadena
- Abarema elliptica
- Abarema ferruginea
- Abarema filamentosa
- Abarema floribunda
- Abarema fournieri
- Abarema gallorum
- Abarema ganymedea
- Abarema glauca
- Abarema globosa
- Abarema glomeriflora
- Abarema gracillima
- Abarema grandiflora
- Abarema harmsii
- Abarema hendersonii
- Abarema idiopoda
- Abarema josephi
- Abarema jupunba
- Abarema kalkmanii
- Abarema Kerrii
- Abarema Kiahii
- Abarema killipii
- Abarema kinabaluensis
- Abarema kuenstleri
- Abarema laeta
- Abarema langsdorffii
- Abarema laxiflora
- Abarema lehmannii
- Abarema leucophylla
- Abarema levelii
- Abarema limae
- Abarema longipedunculata
- Abarema lovellae
- Abarema lucida
- Abarema macradenia
- Abarema maestrensis
- Abarema malinoensis
- Abarema mataybifolia
- Abarema microcalyx
- Abarema microcarpa
- Abarema mindanaensis
- Abarema monadelpha
- Abarema moniliformis
- Abarema motleyana
- Abarema muellerana
- Abarema multiflora
- Abarema multifoliolata
- Abarema muricarpa
- Abarema nediana
- Abarema nipensis
- Abarema novo-guineensis
- Abarema obovalis
- Abarema obovata
- Abarema occultata
- Abarema opposita
- Abarema oppositifolia
- Abarema oxyphyllidia
- Abarema pahangensis
- Abarema pauciflora
- Abarema pellita
- Abarema piresii
- Abarema poilanei
- Abarema quocensis
- Abarema racemiflora
- Abarema racemosa
- Abarema ricoae
- Abarema robinsonii
- Abarema sapindoides
- Abarema scutifera
- Abarema sessiliflora
- Abarema subcoriacea
- Abarema sumbawaensis
- Abarema syringifolia
- Abarema teijsmannii
- Abarema tetraphylla
- Abarema tjendana
- Abarema trapezifolia
- Abarema trichophylla
- Abarema triplinervia
- Abarema turbinata
- Abarema utile
- Abarema utilis
- Abarema villifera
- Abarema villosa
- Abarema waitzii
- Abarema yunnanensis
- Abarema zollerana
- Abies alba (Sapin blanc, sapin pectiné, sapin commun)
- Abies alba « Columnaris »
- Abies alba « Compacta »
- Abies alba « Fastigiata »
- Abies alba « Globosa »
- Abies alba « King’s Dwarf »
- Abies alba « Microphylla »
- Abies alba « Munsterland »
- Abies alba « Pectinata »
- Abies alba « Pendula »
- Abies alba « Pyramidalis »
- Abies alba « Schwarzwald »
- Abies alba « Virgata »
- Abies amabilis
- Abies amabilis « Spreading Star »
- Abies balsamea (Sapin baumier)
- Abies balsamea « Hudsonia »
- Abies balsamea « Nana Compacta »
- Abies balsamea « Nana »
- Abies balsamea « Nudicaulis »
- Abies balsamea « Piccolo »
- Abies balsamea « Verkades Prostrate »
- Abies bommuelleriana
- Abies borisii-regis (Sapin de Bulgarie)
- Abies bracteata (Sapin de Santa Lucia, Sapin bractifère)
- Abies cephalonica (Sapin de Céphalonie)
- Abies cephalonica var. apollinis
- Abies cephalonica Var. graeca
- Abies cephalonica var. reginae-amaliae
- Abies cephalonica var. robusta
- Abies cephalonica « Meyer’s Dwarf »
- Abies chayuensis
- Abies chensiensis
- Abies chensiensis subsp. salouensis
- Abies chensiensis subsp. yulongxueshanensis
- Abies chensiensis var. ernestii
- Abies cilicica
- Abies concolor (Sapin du Colorado)
- Abies concolor Var. lowiana « Creamy »
- Abies concolor « Archer’s Dwarf »
- Abies concolor « Argentea »
- Abies concolor « Aurea »
- Abies concolor « Biella »
- Abies concolor « Blue Spreader »
- Abies concolor « Compacta »
- Abies concolor « Fagerhult »
- Abies concolor « Fastigiata »
- Abies concolor « Gable’s Weeping »
- Abies concolor « Hexe »
- Abies concolor « Hortmann’s Igel »
- Abies concolor « Husky Pup »
- Abies concolor « Pendula »
- Abies concolor « Piggelmee »
- Abies concolor « Swif’s Silver »
- Abies concolor « Violacea Prostrata »
- Abies concolor « Violacea »
- Abies concolor « Wattezii »
- Abies concolor « Wintergold »
- Abies delavayi
- Abies delavayi var. georgei
- Abies delavayi « Green Giant »
- Abies delavayi « Major Neishe »
- Abies delavayi « Nana Headfort »
- Abies densa
- Abies engelmanni
- Abies equi-trojani-(cheval de troie)
- Abies fabri
- Abies fargesii
- Abies firma
- Abies firma « Bedgebury »
- Abies forrestii
- Abies fraseri
- Abies fraseri « Rauls Dwarf »
- Abies georgei
- Abies glehnii
- Abies gracilis
- Abies grandis (Sapin de Vancouver, Sapin géant)
- Abies holophyla
- Abies homolepis (Sapin de Nikko)
- Abies homolepis « Tomoni »
- Abies homolepsis « Prostrata »
- Abies insignis
- Abies kawakamii
- Abies koranea « Flava »
- Abies koreana « Blauer Pfiff »
- Abies Koreana « Blue and Silver »
- Abies koreana « Blue Standard »
- Abies koreana « Brevifolia »
- Abies koreana « Cis »
- Abies koreana « Compact Dwarf »
- Abies koreana « Crystal Globe »
- Abies koreana « Delikado »
- Abies koreana « Doni – Tajuso »
- Abies koreana « Festival »
- Abies koreana « Fliegende Untertasse »
- Abies koreana « Gait »
- Abies koreana « Golden Dream »
- Abies koreana « Green Carpet » Nouveau
- Abies koreana « Horstmann »
- Abies koreana « Kohout »
- Abies koreana « Lippetal »
- Abies koreana « Luminetta »
- Abies koreana « Molli »
- Abies koreana « Müller Wittbolt »
- Abies koreana « Nisbet »
- Abies koreana « Oberon »
- Abies koreana « Orange Glow »
- Abies koreana « Piccolo »
- Abies koreana « Pinochio »
- Abies koreana « Prostrate Form Nouveau
- Abies koreana « Silberkugel »
- Abies koreana « Silberlocke »
- Abies koreana « Silberperl »
- Abies koreana « Silberzwerg »
- Abies koreana « Silver Show »
- Abies koreana « Silverstar »
- Abies koreana « Starker’s Dwarf »
- Abies koreana « Stolwijk »
- Abies koreana « Taiga »
- Abies koreana « Threave »
- Abies koreana « Tundra »
- Abies koreana « Twergform Wüstemeyer
- Abies koreana – Sapin de Corée
- Abies lasiocarpa
- Abies lasiocarpa var. Arizonica
- Abies lasiocarpa var. Arozinata « Nana » Nouveau
- Abies lasiocarpa Var. Compacta Nouveau
- Abies lasiocarpa var. « Argentea »
- Abies lasiocarpa « Duflon »
- Abies lasiocarpa « Green Globe »
- Abies lasiocarpa « Kenwith Blue »
- Abies lasiocarpa « Logan Pass »
- Abies lasiocarpa « Mulligans Dwarf »
- Abies lasiocarpa « Witch’s Broom »
- Abies lowiana
- Abies magnifica
- Abies magnifica var. Xanthocarpa
- Abies mariesii
- Abies marocana
- Abies nebrodensis
- Abies nephrolepis
- Abies nimidica « Pendula »
- Abies nordmanniana subsp. equi-trojani
- Abies nordmanniana « Ambrolauri »
- Abies nordmanniana « Barabitz Compact »
- Abies nordmanniana « Barabit’s Compacta »
- Abies nordmanniana « Barabit’s Gold »
- Abies nordmanniana « Barabit’s Spreader »
- Abies nordmanniana « Jaobsen »
- Abies nordmanniana « Pendula »
- Abies nordmanniana « Robusta »
- Abies nordmanniana – Sapin de normann
- Abies nordmianna « Golden Spreader »
- Abies nordmianniana « Aurea » Nouveau
- Abies numidica
- Abies numidica « Delicado »
- Abies numidica « Glauca »
- Abies pardei
- Abies pindrow
- Abies pinsapo
- Abies pinsapo var. Marocana
- Abies pinsapo « Aurea »
- Abies pinsapo « Fastigiata »
- Abies pinsapo « Glauca »
- Abies pinsapo « Hamondii »
- Abies pinsapo « Horstmann »
- Abies pinsapo « Horstmanns Nana »
- Abies pinsapo « Kelleriis Nouveau
- Abies pinsapo « Pendula »
- Abies pinsapo « Pygmaea » - Epicea de Norvège « Pygmaea »
- Abies pinsapo « Pyramidalis »
- Abies procera
- Abies procera « Blaue Hexe »
- Abies procera « Glauca Procumbens »
- Abies procera « Glauca Prostata »
- Abies procera « Glauca »
- Abies procera « Jeddeloh »
- Abies procera « Kelleris » Nouveau
- Abies procera « Noble’s Dwarf »
- Abies procera « Sherwoodii »
- Abies recurvata
- Abies recurvata var. ernestii
- Abies religiosa
- Abies sachalinensis
- Abies sibirica – Sapin de Sibérie
- Abies spectabilis
- Abies squamata
- Abies umbilicata
- Abies veitchii « Hedergott »
- Abies veitchii « Pendula »
- Abies veitchii – Sapin de veitch
- Abies wilmoriniana
- Abies x arnoldiana
- Abies x borisii-regis
- Abies x bornmuelleriana
- Abies x phanerolepis
- Abies x pinsapo cephalonica « Rosemoor Far’m »
- Abies x shastensis
- Abies x vasconcellosiana
- Acacia Nouveau
- Acacia albida - Fruitiers du C Nouveau
- Acanthinophyllum strepitans
- Acer - Erable
- Acer amplum
- Acer buergerianum - Érable trident
- Acer caesium
- Acer campestre - Érable champêtre
- Acer capillipes - Érable jaspé de rouge
- Acer cappadocicum - Érable de Cappadoce
- Acer carpinifolium - Érable à feuilles de charme
- Acer chaneyi
- Acer circinatum
- Acer cissifolium - Érable à feuille de vigne
- Acer davidii - Érable du Père David
- Acer douglasense
- Acer duplicatoserratum
- Acer glabrum - Érable nain
- Acer grandidentatum
- Acer griseum - Érable à écorce de papier
- Acer heldreichii
- Acer japonicum - Érable du Japon
- Acer macrophyllum - Érable à grandes feuilles
- Acer Miyabei - Érable de Miyabe
- Acer monspessulanum - Érable de Montpellier
- Acer negundo - Érable negundo
- Acer nigrum - Érable noir
- Acer opalus - Érable à feuilles d'obier
- Acer palmatum - Érable palmé
- Acer pensylvanicum - Érable de Pennsylvanie
- Acer pentaphyllum - Érable à cinq folioles
- Acer platanoides - Érable plane
- Acer pseudoplatanus - Érable sycomore
- Acer pseudosieboldianum
- Acer pycnanthum
- Acer rubrum - Érable rouge
- Acer rufinerve - Érable à feuilles de vigne, Érable rufinerve, Érable oriental à bourgeons gris, Érable à peau de serpent
- Acer saccharinum - Érable argenté
- Acer saccharum - Érable à sucre
- Acer sempervirens - Érable de Crète
- Acer shirasawanum
- Acer spicatum – Érable à épis
- Acer tataricum
- Acer tataricum ginnala
- Acer triflorum
- Acer tutcheri
- Adenolisianthus
- Aesculus assamica
- Aesculus californica - Pavier de Californie
- Aesculus californica « Blue Ha
- Aesculus chinensis
- Aesculus dallimorei
- Aesculus flava
- Aesculus flava « Vestita »
- Aesculus glabra
- Aesculus glabra var. Arguta
- Aesculus glabra var. Leucoderm
- Aesculus glabra « October Red »
- Aesculus glaucescens
- Aesculus hemiacantha
- Aesculus hippocastanum - Marronnier commun - marronnier d'Inde - marronnier blanc
- Aesculus hippocastanum « Aureo
- Aesculus hippocastanum « Bauma
- Aesculus hippocastanum « Crisp
- Aesculus hippocastanum « Darkf
- Aesculus hippocastanum « Digit
- Aesculus hippocastanum « Hampt
- Aesculus hippocastanum « Honit
- Aesculus hippocastanum « Incis
- Aesculus hippocastanum « Lacin
- Aesculus hippocastanum « Memmi
- Aesculus hippocastanum « Monst
- Aesculus hippocastanum « Paras
- Aesculus hippocastanum « Pumil
- Aesculus hippocastanum « Pyram
- Aesculus hippocastanum « Umbra
- Aesculus hippocastanum « Varie
- Aesculus hippocastanum « Wisse
- Aesculus indica
- Aesculus indica « Sydney Pearc
- Aesculus japonica
- Aesculus x arnoldiana
- Aesculus x bushii
- Aesculus x carnea
- Aesculus x carnea « Aureomargi
- Aesculus x carnea « Briotii »
- Aesculus x carnea « Plantieren
- Aesculus x carnea « Variegata
- Aesculus x hybrida
- Aesculus x marylandica
- Aesculus x mutabilis
- Ailanthus altissima
- Ailanthus excelsa
- Ailanthus giraldii
- Ailanthus grandis
- Ailanthus integrifolia
- Ailanthus malabarica
- Ailanthus triphysa
- Ailanthus vilmoriniana
- Aiouea angulata
- Amburana cearensis
- Anadenanthera peregrina
- Andradea floribunda
- Anthodiscus montanus
- ARCHIDENDRON
- Archidendron bigeminum
- Archidendron bigeminum
- Archidendron clypearia
- Archidendron contartum
- Astrocaryum triandrum
- Astronium urundeuva
- Attalea septuagenata
- Azeredia
- Bactris
- Bactris coloniata
- Chloroxylon swietenia
- Cochlospermum
- Cochlospermum angolense
- Cochlospermum fraseri
- Cochlospermum gillivraei
- Cochlospermum intermedium
- Cochlospermum noldei
- Cochlospermum planchonii
- Cochlospermum regium
- Cochlospermum religiosum
- Cochlospermum tetraporum
- Cochlospermum vitifolium
- Davidia involucrata
- Dicksonia antarctica (Fougère arborescente commune)
- Dipteronia (Erable d’or et d’argent)
- Dipteronia sinensis (Érable d'or et d'argent)
- Flindersia
- Ginkgo biloba (Arbre aus quarante écus)
- Liquidambar acalycina - Copalme de Chine
- Melia azedarach
- Myracrodruon urundeuva- Astronium urundeuva
- Pourouma cecropiifolia
- Toxicodendron vernicifluum - Vernis du Japon
- Vitex lucens
- Zelkova abeliceaii - zelkova crétoise
- BOURGEONS ET RAMEAUX 0
- DESCRIPTION DES ARBRES 4
-
NOMENCLATURE DES ARBUSTES
192
- Abelia
- Abelia biflora
- Abelia chinensis
- Abelia engleriana
- Abelia floribunda
- Abelia graebneriana
- Abelia ionandra
- Abelia mosanensis
- Abelia schumannii
- Abelia schumannii « Bumblebee’s »
- Abelia spathulata
- Abelia triflora
- Abelia triflora « Pendula »
- Abelia umbellata
- Abelia uniflora
- Abelia x grandiflora
- Abelia x grandiflora "Aurea"
- Abelia x grandiflora "Compacta"
- Abelia x grandiflora "Francis Mason"
- Abelia x grandiflora "Gold spot"
- Abelia x grandiflora "Gold Strike"
- Abelia x grandiflora « Hopley’s »
- Abelia x grandiflora « Kaleidoscope »
- Abelia x grandiflora « Prostrata »
- Abelia x grandiflora « Semperflorens »
- Abelia x grandiflora « Snowdrift »
- Abelia x grandiflora « Sunrise »
- Abelia x grandiflora « Sunspot »
- Abelia x grandifora « Mariesii »
- Abelia zanderi
- Abelia zanderi 'Little Richard'
- Abelia ~ Confetti
- Abelia ~ Conti
- Abelia ~Edward Gaucher
- Abeliophyllum distichum
- Abeliophyllum distichum « Roseum »
- Abroma augustum –Coton du diable
- Abroma fastuosa
- Abutilon arboreum
- Abutilon bedfordianum
- Abutilon bedfordianum « Rose »
- Abutilon fuchsioides
- Abutilon grandifolium
- Abutilon halophilum
- Abutilon indicum
- Abutilon Megapotamicum
- Abutilon megapotamicum « Allan
- Abutilon megapotamicum « Allan
- Abutilon mollissimum
- Abutilon muticum
- Abutilon otocarpum
- Abutilon palmeri
- Abutilon pictum
- Abutilon pictum « Moritz »
- Abutilon pictum « Thompsonii »
- Abutilon sellowianum var. marm
- Abutilon somneratianum
- Abutilon theophrasti
- Abutilon viticella
- Abutilon vitifolium
- Abutilon vitifolium var. album Nouveau
- Abutilon vitifolium « Album »
- Abutilon vitifolium « Lilac »
- Abutilon vitifolium « Sincox W
- Abutilon vitifolium « Tennant’
- Abutilon vitifolium « Veronica Nouveau
- Abutilon vitifolium « White Ch Nouveau
- Abutilon x hybridum
- Abutilon x hybridum « Rosea »
- Abutilon x milleri « Variegatu
- Abutilon x ochsenii
- Abutilon x suntense
- Abutilon x suntense 'Jermyns'
- Abutilon x suntense « Ralph Go
- Abutilon x suntense « Violetta
- Abutilon x suntense « White Ch
- Abutilon ~ « Alexandra » Nouveau
- Abutilon ~ « Amsterdam » Nouveau
- Abutilon ~ « Anne » Nouveau
- Abutilon ~ « Apfelblüte » Nouveau
- Abutilon ~ « Apricot Beauty » Nouveau
- Abutilon ~ « Ashford Red » Nouveau
- Abutilon ~ « Bella Rosa » Nouveau
- Abutilon ~ « Benary’s Giant » Nouveau
- Abutilon ~ « Benary’s Riesen » Nouveau
- Abutilon ~ « Bettina » Nouveau
- Abutilon ~ « Biggi » Nouveau
- Abutilon ~ « Boskoop Geel » Nouveau
- Abutilon ~ « Boule de neige » Nouveau
- Abutilon ~ « Brillant » Nouveau
- Abutilon ~ « Burgi » Nouveau
- Abutilon ~ « Canary Bird » Nouveau
- Abutilon ~ « Cannington Carol Nouveau
- Abutilon ~ « Cannington Peter Nouveau
- Abutilon ~ « Cannington Sonia Nouveau
- Abutilon ~ « Cerise Queen » Nouveau
- Abutilon ~ « Cinderella » Nouveau
- Abutilon ~ « Cloth of Gold – T Nouveau
- Abutilon ~ « Cynthia Pyke » Nouveau
- Abutilon ~ « Eva » Nouveau
- Abutilon ~ « Feuerglocke » Nouveau
- Abutilon ~ « Feuerwehr » Nouveau
- Abutilon ~ « Firebell » Nouveau
- Abutilon ~ « Flammenzauber » Nouveau
- Abutilon ~ « Gelbe Glocke » Nouveau
- Abutilon ~ « Globosum » Nouveau
- Abutilon ~ « Golden Fleece » Nouveau
- Abutilon ~ « Herzblut » Nouveau
- Abutilon ~ « Hinton Seedling » Nouveau
- Abutilon ~ « Jacqueline Morris Nouveau
- Abutilon ~ « Kentish Belle » Nouveau
- Abutilon ~ « Kleine Schönheit Nouveau
- Abutilon ~ « Klener Stern » Nouveau
- Abutilon ~ « Leuchtfeuer » Nouveau
- Abutilon ~ « Louis Marignac » Nouveau
- Abutilon ~ « Marietta » Nouveau
- Abutilon ~ « Marion » Nouveau
- Abutilon ~ « Master Michael » Nouveau
- Abutilon ~ « Melody » Nouveau
- Abutilon ~ « Milleri Variegate Nouveau
- Abutilon ~ « Moderm Master » Nouveau
- Abutilon ~ « Nabob » Nouveau
- Abutilon ~ « Old Rose » Nouveau
- Abutilon ~ « Orange Beauty » Nouveau
- Abutilon ~ « Orange Glow » Nouveau
- Abutilon ~ « Orange King » Nouveau
- Abutilon ~ « Orange Vein » Nouveau
- Abutilon ~ « Orange » Nouveau
- Abutilon ~ « Parlor Maple » Nouveau
- Abutilon ~ « Patrick Synge » Nouveau
- Abutilon ~ « Peaches And Cream Nouveau
- Abutilon ~ « Pink Beauty » Nouveau
- Abutilon ~ « Pink Lady » Nouveau
- Abutilon ~ « Pocheri Bordeaux Nouveau
- Abutilon ~ « Pocheri Orange » Nouveau
- Abutilon ~ « Pocheri Rouge » Nouveau
- Abutilon ~ « Red Bells » Nouveau
- Abutilon ~ « Rosa Mini » Nouveau
- Abutilon ~ « Rosa Puppe » Nouveau
- Abutilon ~ « Rosalie » Nouveau
- Abutilon ~ « Rose Glow » Nouveau
- Abutilon ~ « Rosenrot » Nouveau
- Abutilon ~ « Sabina » Nouveau
- Abutilon ~ « Savitzii » Nouveau
- Abutilon ~ « Souvenir de Bonn Nouveau
- Abutilon ~ « Suntense » Nouveau
- Abutilon ~ « Variegata » Nouveau
- Abutilon ~ « Ville de Lyon » Nouveau
- Abutilon ~ « White Form » Nouveau
- Abutilon ~ « Yellow Beauty » Nouveau
- Abutilon × milleri
- Acacia acinacea Nouveau
- Acacia aculeatissima Nouveau
- Acacia acuminata Nouveau
- Acacia adsurgens Nouveau
- Acacia adunca Nouveau
- Acacia alata Nouveau
- Allamanda blanchetii
- Allamanda cathartica
- Allamanda neriifolia
- Arctostaphylos manzanita
- Argyrocytisus battandieri - Genêt ananas - Cytisus battandieri
- Aronia arbutifolia
- Brugmansia arborea
- Brugmansia aurea
- Brugmansia ou Datura arboresce
- Brugmansia sanguinea
- Brugmansia suaveolens
- Brugmansia versicolor
- Ceratostigma minus
- Eleutherococcus - Éleuthérocoq
- Eleutherococcus divaricatus
- Eleutherococcus giraldii
- Eleutherococcus henryi
- Eleutherococcus lasiogyne
- Eleutherococcus leucorrhizus
- Eleutherococcus rehderianus
- Eleutherococcus sciadophylloid
- Eleutherococcus senticosus
- Eleutherococcus sessiliflorus
- Eleutherococcus setchuensis
- Eleutherococcus sieboldianus «
- Eleutherococcus sieboldianus «
- Eleutherococcus sieboldianus « Variegatus »
- Eleutherococcus simonii
- Eleutherococcus spinosus
- Eleutherococcus trichodon
- Eleutherococcus trifoliatus
- Eleutherococcus wilsonii
- Rhus typhina - Vinaigrier, Sum
- Tecoma capensis « Hammer’s ros
- Teucrium fruticans
- GLOSSAIRE MYCOLOGIQUE 0
- LA BIOLOGIE DES CHAMPIGNONS 1
- LA CLASSIFICATION DES CHAMPIGNONS 1
- LA DESCRIPTION DES CHAMPIGNONS 1
- LA REPRODUCTION DES CHAMPIGNONS 1
- LA VIE DES CHAMPIGNONS 1
- LE MONDE DES CHAMPIGNONS 1
- LES CHAMPIGNONS TOXIQUES 1
- LES FAMILLES DES CHAMPIGNONS 0
-
NOMENCLATURE DES CHAMPIGNONS
13
- Albatrellus ovinus - (Polypore des brebis)
- Armillaria
- Aureoboletus cramesinus
- Boletus badius - Bolet bai
- Boletus calipes - Bolet à pied creux
- Boletus calopus - Bolet à beau pied
- Boletus chrysenteron - Bolet à chair jaune
- Boletus edutis -cèpe de Bordeaux
- Boletus fechtneri - Bolet de Fechtner
- Boletus luridus - Bolet blafard
- Boletus pinophilus - Bolet pinicola - Bolet des pins
- Boletus piperatus - Bolet poivré
- Entomophthora muscae
-
NOMENCLATURE DES MOUSSES
31
- Anthoceros
- Anthoceros agrestis
- Anthoceros cavernosus
- Anthoceros punctatus
- Anthoceros rosulans
- Anthoceros tuberculatus
- Anthoceros sambesianus
- Dendroceros
- Dendroceros africanus
- Dendroceros borbonicus
- Dendroceros cavernosus
- Dendroceros crispus
- Dendroceros granulatus
- Dendroceros humboldtensis
- Dendroceros javanicus
- Dendroceros subplanus
- Dendroceros tahitensis
- Folioceros
- Folioceros fuciformis
- Folioceros glandulosus
- Leiosporoceros dussii
- Nothoceros
- Nothoceros vincentianus
- Phaeoceros
- Phaeoceros carolinianus
- Phaeoceros exiguus
- Phaeoceros flexivalvis
- Phaeoceros laevis
- Phaeomegaceros fimbriatus
- Phymatoceros bulbiculosus
- Sphaerosporoceros
- INTRODUCTION 1
- LES BRYOPHYTES 1
-
NOMENCLATURE DES PLANTES ANNUELLES
14
- Abelmoschus esculentus
- Abelmoschus manihot - Aibika
- Abelmoschus manihot « Cream Cup »
- Abelmoschus manihot « Sunset »
- Abelmoschus moschatus « Pacific »
- Anacyclus radiatus
- Brugmansia arborea
- Brugmansia aurea
- Brugmansia ou Datura arboresce
- Brugmansia sanguinea
- Brugmansia suaveolens
- Brugmansia suaveolens
- Brugmansia versicolor
- Datura (Datura stramonium), herbe du diable toxique
-
NOMENCLATURE DES PLANTES AQUATIQUES
16
- Acorus gramineus « Variagatus »
- Caltha natans
- Euryale ferox
- Hydrocotyle
- Hydrocotyle americana
- Hydrocotyle bonariensis
- hydrocotyle formosa
- Hydrocotyle leucocephala
- Hydrocotyle mexicana
- Hydrocotyle quinqueloba
- Hydrocotyle ramiflora
- Hydrocotyle ranunculoides
- Hydrocotyle sibthorpioides
- Hydrocotyle verticillata
- Hydrocotyle vulgaris
- Isoetes bolanderi - Isoète de Bolander
- INTRODUCTION SUR LES PLANTES VIVACES 2
-
NOMENCLATURE DES PLANTES VIVACES
83
- Abelmoschus
- Abelmoschus esculentus
- Abelmoschus manihot
- Abelmoschus manihot "Cream Cut"
- Abelmoschus manihot « Sunset »
- Abelmoschus moschatus
- Abelmoschus moschatus « Pacific »
- Abronia
- Abronia alpinia
- Abronia fragrans
- Abronia latifolia
- Abronia maritima
- Abronia pogonantha
- Abronia umbellata
- Abronia villosa
- Abutilon ~ « Bella » Nouveau
- Acaena
- Acaena argentea
- Acaena buchananii
- Acaena caesiiglauca
- Acaena inermis
- Acaena microphylla
- Acaena myriophylla
- Acaena novae-zelandiae
- Acaena ovalifolia
- Ajuga genevensis
- Alyssum murale
- Alyssum saxatile
- Amsonia ciliata
- Atropa belladonna (Belladone)
- Calochortus
- Chondrilla juncea - Chondrille à feuilles de joncs - Chondrille effilée - Chondrille à tige de jonc - Salade à bûches
- Cortaderia richardii (Herbe de la pampa)
- Cortaderia selloana (Herbe da la pampa) (gynerium)
- Doronicum clusii
- Echinops sphaerocephalus - Oursin à têtes rondes
- Gynura aurantiaca « Purple Passion »
- Helleborus (Ranunculaceae)
- Helleborus argutifolius - Hellébore de Corse
- Helleborus croaticus
- Helleborus dumetorum
- Helleborus foetidus
- Helleborus foetidus - Hellébore fétide
- Helleborus grandorfensis « Ice n'Roses White »
- Helleborus liguricus
- Helleborus lividus subsp. Corsicus
- Helleborus multifidus
- Helleborus multifidus subsp. Serbicus
- Helleborus niger
- Helleborus odorus
- Helleborus orientalis - Rose de carême
- Helleborus purpurascens - Hellébore pourpre
- Helleborus thibetanus
- Helleborus thibetanus
- Helleborus torquatus - Hellébore de Serbie
- Helleborus viridis - Hellébore vert
- Helleborus viridis subsp. Occidentalis
- Lespédéza
- Lycopodium annotinum
- Pelargonium citronellum
- Pelargonium crispum – Géranium odorant
- Pelargonium cucullatum - Géranium à feuilles en entonnoir
- Pelargonium fulgidum
- Pelargonium graveolens – Pélargonium rosat
- Pelargonium hederaefolium - Géranium lierre, Géranium des balcons
- Pelargonium X domesticum - Pélargonium des fleuristes, Pélargonium régal, Géranium à grandes fleurs
- Pelargonium ×hortorum – Pélargonium zonale
- Primula (primevère)
- Rheum (Rhubarbe)
- Rosa xanthina « Canary Bird »
- Ruta chalepensis - Rue de Chalep
- Symphytum (Consoude)
- Symphytum asperum - Consoude hérissée - Consoude rude
- Symphytum azureum - Consoude bleue
- Symphytum bulboseum - Consoude bulboseum
- Symphytum caucasicum - Consoude du Caucase
- Symphytum grandiflorum - Consoude à grandes fleurs
- Symphytum gussonei - Consoude gussonei
- Symphytum gussonei - Consoude gussonei
- Symphytum officinale - Consoude officinale
- Symphytum officinale - Consoude officinale
- Tanacetum vulgare (La Tanaisie commune)
- Tanacetum vulgare (La Tanaisie commune) (Chrysanthemum vulgare )
-
NOMENCLATURE DES ROSIERS
15
- Rosa moyesii « Geranium »
- Rosa rugosa « Hansa »
- Rosa x gallica « Complicata »
- Rosa xanthina « Canary Bird »
- Rosa « Belle Amour »
- Rosa « Celile Brünner »
- Rosa « Centenaire de Lourdes »
- Rosa « Clair Matin »
- Rosa « Claude Monet »
- Rosa « Duchesse de Brabant »
- Rosa « Elina »
- Rosa « Fluorescent »
- Rosa « Glamis Castle »
- Rosa « Graham Thomas »
- Rosa « Madame Caroline Testout »
- INTRODUCTION 0
- Abies procera « Kelleris »
- Abies pinsapo « Kelleriis
- Abies nordmianniana « Aurea »
- Abies koreana « Prostrate Form
- Abies lasiocarpa var. Compacta
- Abies lasiocarpa var. Arozinat
- Abies koreana « Green Carpet »
- Abarema cochleata
- Acacia albida - Fruitiers du C
- DIAMINOBUTYRATE
- SPORULENT
- ASCOMYCÈTE
- Sison segetum – Persil des moi
- Grille d'identification des Ap
- CASÉINE
- HYDROLYSE
- SACCHAROLYTIQUE
- BIOVAR
- Acacia alata
- Acacia adunca
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Roussillon

Ciel dégagé
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- BOTANISTE JEAN-MARC GIL TOUT SUR LA BOTANIQUE /
- LA BOTANIQUE /
- LES ANIMAUX NUISIBLES AUX PLANTES ORNEMENTALES /
- GÉNÉRALITÉS SUR LES NÉMATODES /
- NEMATODA – NÉMATODES
NEMATODA – NÉMATODES
Les nématodes (Nematoda), ou vers ronds, constituent un embranchement de vers non segmentés. Classés parmi les ecdysozoaires, ils sont recouverts d'une épaisse cuticule.
Ils représentent une part très importante de la diversité biologique sur terre : en nombre, ils constituent les 4/5 du règne animal. Ubiquistes, on les trouve dans les sols du monde entier, mais ils sont les plus nombreux en zone subarctique (38% du total). Plus de 40 000 espèces actuellement décrites vivent « libres » (dans les sols, l'eau, les sédiments, le bois mort ou dans la nécromasse où ils sont bactérivores ou détritivores ou micro-prédateurs). Certains parasitent des végétaux, des champignons ou des animaux (dans ce dernier cas, ils sont le plus souvent des parasites gastro-intestinaux mais quelques espèces colonisent d'autres types de tissus, musculaires notamment). Certains posent problème en agriculture parce qu'ils parasitent des plantes ou des animaux d'élevage, mais la plupart contribuent au bon fonctionnement des agrosystèmes et en sont des bioindicateurs, des cycles du sol et des plantes dont ils stimulent la croissance en améliorant le cycle des nutriments.
Nematoda
Ascaris (Ascaris lumbricoides)
- Nemates Cobb, 1919
- Nemata Cobb, 1919
Description
Les nématodes sont vermiformes et souvent translucides et ou de couleur claire voire transparents.
Physiologie
Ils sont dotés d'un tube digestif complet, c'est-à-dire avec bouche et anus.
Par contre, ils ne possèdent ni appareil respiratoire, ni appareil circulatoire, ni tunique musculaire.
Les nématodes sont des métazoaires triploblastiques cœlomés, autrefois classés parmi les Pseudocoelomata.
Le pseudo-cœlome correspond au blastocèle, qui est une cavité qui se forme lors du développement embryonnaire. Chez les annélidés, le blastocœle va perdurer au niveau du tube digestif et du système nerveux. La respiration se fait par diffusion au travers de la cuticule imperméable, percée de pores. Cette diffusion est passive, c'est-à-dire que l'organisme n'a plus de blastocœle ; la blastula forme une cavité entre le tube digestif et le derme. Cette cavité est appelée cavité secondaire. Le système nerveux est formé d'un anneau céphalique, qui se prolonge par un cordon nerveux ventral et un cordon nerveux dorsal. Il y a un tube digestif complet composé d'un œsophage rhabditoïde (à deux renflements).
Protection
La surface du corps d'un nématode peut être striée de raies rouges et noires, mais ce n'est en aucun cas une métamérie.
L'animal est doté d'un hydrosquelette sous pression, qui s'appuie sur sa cuticule, ce qui lui donne cette section circulaire. La cuticule est sécrétée par l'épiderme. L'animal est recouvert de trois couches, deux de pseudo-kératine, et la troisième de collagène, ce qui forme un exosquelette inextensible. Les nématodes ont donc une croissance discontinue (on parle d'ecdysozoaires), par augmentation de la matrice cellulaire, car les nématodes ont la caractéristique d'avoir toujours le même nombre de cellules pour une espèce donnée (eutélie).
Chez les nématodes parasitant le système digestif d'autres espèces, les cellules myoépithéliales sont entourées de myofilaments, ce qui empêche qu'ils soient digérés, leur procurant ainsi une protection physique.
Cycle de vie
Les nématodes sont dioïques et ont entre deux et quatre stades juvéniles.
Phylogénétique
Des études génétiques ont montré que les arthropodes étaient très proches des nématodes.
Locomotion
Les nématodes ont des microfilaments orientés dans le sens antéro-postérieur. Les nématodes ne peuvent se contracter que dans le sens antéro-postérieur, ce qui leur procure un déplacement imprécis, par ondulations. Ces mouvements ne sont pas très efficaces dans l'eau, mais ils sont facilités par la présence de particules sur lesquelles le nématode peut prendre appui.
Écologie
Un Mononchidae mangeant un autre Mononchidae.
Les nématodes libres se rencontrent dans des environnements très diversifiés : eaux douces, saumâtres et salées. Anguillula aceti vit dans le vinaigre. D'autres sont parasites, avec un cycle ne nécessitant pas d'hôte intermédiaire (monoxène) alors que d'autres nécessitent deux hôtes (dixène) en particulier chez les filaires. Il est commode de les classer selon leur mode de transmission.
Beaucoup parasitent des racines des plantes : Tylenchus tritici, qui est l'anguillule du blé ; les nématodes à kystes (Heterodera, etc.) ; les nématodes à galles (Meloidogyne...). La phacélie est souvent considérée comme une plante nématicide ; ceci ne s'applique sans doute pas dans tous les cas et des effets inverses peuvent même être observés.
Les nématodes parasites des invertébrés et des vertébrés vivent dans les cavités (intestin, rein), dans les vaisseaux sanguins ou dans les tissus. Les oxyures sont trouvés dans le tube digestif des arthropodes et des vertébrés (Enterobius vermicularis parasite l'humain). Les ascaris habitent le gros intestin des mammifères (Ascaris lumbricoides est hébergé dans l'intestin de l'Homme). La filaire de Bancroft (Wuchereria bancrofti) parasite les vaisseaux lymphatiques de l'Homme et peut causer l'éléphantiasis. La trichine (Trichinella spiralis) provoque la trichinose.
Certains nématodes présentent l'intérêt de parasiter certains insectes ravageurs des jardins : charançon rouge des palmiers, vers blancs ou otiorhynques (heterorhabditis bacteriophora), mouches des terreaux (steinernema feltiae), vers gris (steinernema carpocapsae). Des formulations commerciales existent mais leur coût élevé et leurs contraintes d'utilisation (entreposage au froid, conditions climatiques, mécanisation de l'épandage) limitent, actuellement, leur utilisation à grande échelle. Contre les nématodes parasites, certains agriculteurs utilisent la lutte biologique, méthode de lutte en développement plutôt que les nématicides écotoxiques utilisés dans la lutte chimique.
Nomenclature, systématique et identification
Le groupe des vers ronds a été défini par K. Rudolphi en 1808, sous le nom Nematoidea, du grec νῆμα (nêma, nêmatos, 'fil') et -eiδος (-eidos: aspect, apparence). Le nom vernaculaire « nématode » est une corruption de ce taxon, qui a été reclassé en famille Nematodes par Burmeister, en 1837, puis en ordre Nematoda par K. M. Diesing, en 1861.
À l'origine, le taxon Nematoidea s'appliquait à l'ensemble des vers ronds et gordiens. Avec les Acanthocephala, Trematoda et Cestoidea, ils formaient le groupe Entozoa. La première différenciation entre vers ronds et vers gordiens, bien qu'incorrecte, est due à von Siebold (1843), avec les ordres Nematoidea et Gordiacei (Gordiacea). Ils étaient classés avec les Acanthocephala par Gegenbaur (1859) dans le nouveau phylum aujourd'hui obsolète des Némathelminthes. Puis le taxon Nematoidea a été promu au rang d'embranchement par Ray Lankester (1877), incluant la famille des Gordiidae (gordiens). En 1919, Nathan Cobb proposa que les vers ronds constituent un embranchement à eux seuls. Il soutint également qu'il convenait de les appeler néma(s) plutôt que « nématodes » et définit le taxon Nemates (pluriel latin de nema).
Pour l'ITIS, le taxon Nematoda est invalide. Cobb ayant été le premier à définir un groupe exclusivement constitué de vers ronds, le taxon valide devrait être Nemates Cobb 1919 ou Nemata Cobb 1919. Toutefois, la désignation Nematoda est employée dans la majorité de la littérature scientifique actuelle.
L'identification du genre et de l'espèce, basée sur des critères morphologiques ou autres exige des compétences pointues et du temps. Le métabarcoding progresse pour ce vaste groupe taxinomique, mais en 2019 il n'est pas encore parfait.
Classification
Anatomie d'un nématode mâle
Classes et ordres
- classe des Adenophorea
- sous-classe des Chromadoria
- sous-classe des Enoplia
- classe des Secernentea
- Aphelenchida
- Ascaridida - les ascaris
- Camallanida
- Diplogasterida
- Rhabdiasida
- Rhabditida
- Spirurida
- Strongylida - les strongles
- Tylenchida
Entre 15 000 et 25 000 espèces sont connues et décrites, mais il en existerait beaucoup plus : de 250 000 à 500 000, selon les sources.
Les nématodes (ou némathelminthes) - les anciens "vers ronds" - forment un groupe zoologique homogène par leurs caractères anatomiques et morphologiques mais très diversifié par leurs modes de vie. Beaucoup vivent en parasites des animaux, en particulier les strongles, ankylostomes et autres ascaris sont des ennemis de l'homme et des animaux domestiques. D'autres peuplent le sol. Parmi eux certains sont phytophages.
Animaux vermiformes, très simples (figure), sont constitués grosso modo d'un tube externe (cuticule) enveloppant 2 tubes internes superposés : le tube digestif et le tractus génital (mâle ou femelle). Les nématodes parasites des plantes possèdent, à la partie antérieure du tube digestif, un stylet perforant suivi d'un canal oesophagien aboutissant à un bulbe musculeux, pompe aspirante et refoulante. Une fois la plante perforée par le stylet, des enzymes digestifs produits par les glandes salivaires y sont injectés par cette pompe, laquelle, ensuite, aspire le produit de la digestion et le déverse dans l'intestin.
Les dégâts directs sont avant tout un affaiblissement de la plante, parfois des déformations, décolorations, galles, etc. Les dégâts indirects consistent en l'aggravation et même la transmission de maladies à champignons et à virus. Ces nématodes phytoparasites appartiennent à plusieurs ordres : Aphelenchida, Tylenchida (classe des Secernentea) et Triplonchida (classe des Adenophorea). Leur détermination au niveau de l'espèce est du ressort d'un spécialiste (voir Reconnaitre les nématodes phytoparasites). La classification présentée ici est normalement celle de Fauna Europea bien que celle-ci soit en cours de modification.
Parmi ces nématodes phytophages, on distingue :
- les nématodes des racines, dont tout le cycle a lieu dans le sol ; certains étant mobiles à tous les stades, parasites externes (Tylenchulus) ou internes (Pratylenchus), d'autres sédentaires : nématodes à kystes (Heterodera, Globodera) ;
- les nématodes à galles (Meloidogyne, etc.) ;
- les nématodes des parties aériennes (Ditylenchus, Aphelenchoides).
D'autres nématodes sont utilisés en lutte biologique. Ceux-ci sont décrits dans la rubrique sur la faune auxiliaire : les nématodes entomophages.
Les nématodes constituent l’une des classes de l’embranchement des némathelminthes, ou vers rond.
A l’inverse des nématodes parasites des animaux et de l’homme connus depuis longtemps, les espèces phytophages nuisibles aux plantes, de même que les très nombreuses espèces détriticoles vivants dans l’humus ne sont connues et étudiées que depuis une époque relativement récente : le premier nématode phytophage, Anguina tritici responsable de la « Nielle du blé », a été décrit en 1743.
Les dimensions réduites de ces animaux et surtout le milieu dans lequel ils vivent (le sol) ont été longtemps un obstacle aux observations. Ce n’est qu’après 1920, grâce aux progrès réalisés en microscopie, que l’étude des nématodes a pris son essor. Aujourd’hui, près de 2000 espèces phytophages sont décrites.
La couche superficielle du sol, surtout les trente ou quarante premiers centimètres, abrite une faune riche en nématodes : les populations y sont nombreuses et variées. Dans les sols cultivés on dénombre en moyenne dix à vingt nématodes par centimètre cube de terre et parfois beaucoup plus.
Dans le sol, le nombre des nématodes phytophages est relativement faible par rapport aux espèces se nourrissant à partir des matières organiques mortes, ces dernières étant fort utiles en participant à l’évolution de l’humus. On y rencontre également des espèces carnivores s’alimentant de façon plus ou moins spécifique aux dépens d’autres nématodes, de petits arthropodes, d’insectes, de protozoaires et de bactéries.
Aspect extérieur des nématodes |
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– Extraction des nématodes :
L’observation fine des nématodes et qui plus est leur détermination, exigent l’utilisation de microscopes de très bonne qualité. Il faut auparavant extraire ces animaux du milieu où ils vivent habituellement :
- Dans la terre de la rhizosphère des plantes : après dilution de petites quantités de terre, l’isolation peut se faire grâce à des techniques plus ou moins compliquées de décantation, de flottage ou de pièges.
- Dans les végétaux : l’extraction est généralement plus simple et consiste en une dilacération des tissus infestés en milieu liquide.
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– Forme générale et dimensions :
Comparés à certains Ascaris, nématodes parasites des animaux supérieurs, atteignant 30 centimètres de longueur pour un diamètre de 5 à 6 millimètres, les nématodes phytophages font figure de miniatures : la majorité d’entre eux ont une longueur comprise entre 0.2 et 2 millimètres et un diamètre de l’ordre de 10 à 40 microns. Cependant, certains genres renferment des espèces légèrement plus grandes : Anguina et Xiphinema mesurent 3 à 4 millimètres de long, Longidorus, l’un des plus grands, 10 millimètres.
La plupart d’entre eux revêtent la forme de vers effilés pratiquement transparents, à peau lisse ou ridée transversalement ; ces rides éventuelles ne doivent pas être confondues avec des anneaux, ce ne sont que des ornementations de la culture, parfois très accusées comme dans le genre Criconema.
Dans certaines familles, les femelles prennent une forme plus ou moins globuleuse (sphérique, citriforme, piriforme), c’est le cas des genres Meloïdogyne et Heterodera, de plus, dans le dernier cas, la peau de la femelle devient dure et épaisse, son corps se transforme en « Kyste ».
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– Particularités anatomiques des mâles et des femelles :
Quels soient les genres auxquels ils appartiennent, les mâles sont toujours légèrement plus petits que les femelles : leur extrémité caudale est généralement recourbée en crosse et l’on distingue à ce niveau deux petites griffes cornées (les stylets copulateurs) dépassant de l’orifice anal. En outre, une observation plus attentive permet de voir deux expansions épidermiques latérales d’aspect membraneux (les bursae caudales) encadrant la zone anale, on pense que ces organes spécifiques des mâles facilitent l’accouplement.
Les femelles, vermiformes ou non, présentent un orifice supplémentaire, l’orifice vaginal, situé au milieu du corps ou bien non loin de l’anus selon les espèces.
Organisation interne |
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– Musculature :
La peau des nématodes est doublée intérieurement de faisceaux musculaires longitudinaux permettant à ces animaux de se mouvoir ; leur mode de déplacement en fait des êtres typiquement aquatiques, l’eau étant indispensable à leur progression dans le sol ou à la surface des organes aériens des plantes.
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– Stylet buccal :
L’extrémité antérieure du corps s’ouvre par une bouche qui livre passage à un organe très important pour les nématodes phytophages : le stylet buccal. C’est une aiguille cornée, creuse, animée par des muscles qui peuvent la faire dépasser largement de la bouche ou au contraire l’y cacher entièrement. C’est en plantant ce stylet dans les végétaux que le nématode peut en aspirer les sucs nourriciers. Cet organe peut présenter des formes variées, spécifiques de certains genres, ce qui aide beaucoup à leur détermination par les spécialistes.
La longueur de ce stylet trahit la biologie des nématodes ; en effet, les espèces vivant à l’extérieur des plantes sont armées de stylets relativement longs (Criconema : 50 à 110 microns, Pratylenchus : 70 microns, Xiphinema : 200 microns,…) alors que celles qui infestent les tissus végétaux (Pratylenchus, Heterodera, Meloïdogyne, …) en possèdent de plus courts (15 à 20 microns).
Il faut noter que les mâles de certaines espèces sont munis de stylets atrophiés ou en sont parfois même dépourvus.
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– Appareil digestif :
L’appareil digestif est très simple et se raccorde directement au canal du stylet buccal ; il commence par un œsophage qui est entouré à sa partie postérieure par une boule musculaire appelée bulbe médian ou bulbe œsophagien, ce dernier joue le rôle d’une pompe aspirante et refoulante. Deux ou trois glandes digestives débouchent dans l’œsophage et le bulbe permettant d’amorcer la digestion.
L’appareil digestif se poursuit par un intestin plus ou moins épais qui se termine par l’anus.
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– Appareil reproducteurs :
L’appareil reproducteur mâle se résume en un seul testicule qui débouche dans l’anus ; les stylets copulateurs assurent le transit de la semence dans le vagin de la femelle.
L’appareil reproducteur femelle est constitué par une ou deux glandes (ovaires) se prolongeant chacune par un long tube (utérus) jusqu’au vagin. Le nombre de glandes détermine la position de l’orifice vaginal, centrale lorsqu’il y en a deux, postérieure s’il y en a qu’une. Les œufs grossissent progressivement au cours de leur trajet dans l’utérus et finissent par atteindre un diamètre de 10 à 40 microns.
La respiration s’effectue par diffusion gazeuse à travers l’épiderme.
Tous les organes sont baignés par un liquide comparable à l’hémolymphe des insectes.
Modes d’alimentation et localisation des nématodes phytophages |
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– Alimentation :
La structure et la dimension du stylet n’autorisent les nématodes qu’à se nourrir sur les tissus végétaux dont les cellules ont une membrane fine : on ne les trouvera donc qu’en relation avec des organes jeunes.
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– Poils absorbants et cellules superficielles des radicelles :
Ce sont surtout les nématodes du groupe des Criconema qui s’alimente de cette manière. De la salive est injectée par le stylet dans les cellules, une digestion enzymatique débute rendant l’absorption du cytoplasme plus facile.
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– Cellule des parenchymes corticaux des racines et des tiges :
Par un processus analogue, d’autres nématodes se nourrissent à partir de tissus plus profonds, soit par l’intermédiaire de stylets plus longs (Paratylenchus), soit en pénétrant eux-mêmes dans ces tissus (Ditylenchus, Pratylenchus).
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– Cellules des parenchymes foliaires ou floraux :
Ce sont principalement des nématodes du genre Aphelenchoïdes qui ont recours à ce mode d’alimentation.
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– Pompage dans les zones vasculaires :
Des nématodes comme le Tylenchulus semipenetrans s’enfoncent dans les radicelles pour atteindre les cellules où la sève circule.
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– Cellule géantes :
Les genres Heterodera et Meloïdogyne, grâce à l’injection d’enzymes et de substances hormonales particulières dans les cellules de la zone vasculaire des racines, provoquent la formation autour de leur stylet, de cellules géantes résultant de la fusion de plusieurs cellules voisines ; il se forme ainsi un véritable tissu nourricier sur lequel les nématodes s’alimentent durant toute leur vie.
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– Jeunes cellules du méristème, de la coiffe et de l’extrémité racinaire :
Ces tissus sont en but aux attaques de nématodes des genres Xiphinema, Longidorus, Trichodorus. Dans certains cas, cette prise alimentaire inhibe totalement le développement de la racine.
- – Localisation des nématodes :
La localisation des nématodes est étroitement liée à leur mode d’alimentation.
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– Dans le sol :
La plupart des espèces sont localisées dans la rhizosphère ; restant à l’extérieur des plantes, on les qualifie de nématodes ectoparasites. Le plus grand nombre d’entre eux viennent se piquer périodiquement sur les radicelles pour s’alimenter, se détachant dès qu’ils sont rassasiés, le reste du temps ils circulent librement dans le sol ; les spécialistes les classes dans le groupe des nématodes ectoparasites migrateurs auquel appartiennent des genres tels que Criconema, Longidorus, Xiphinema, Trichodorus ainsi que Rotylenchus. Il faut toutefois signales que les mâles et les larves d’autres groupes mènent également une vie libre dans le sol. D’autres espèces, tout en restant hors des plantes, y demeurent fixées durant de longues périodes et, de ce fait forme le groupe des nématodes ectoparasites sédentaires, certaines espèces de Paratylenchus en font partie.
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– Dans l’épaisseur des parenchymes :
Du fait de leur localisation, on parle de nématodes endoparasites ; ils sont généralement plus petits que les précédents.
Certaines espèces, comme celles appartenant au genre Aphelenchoïdes, parasitent les feuilles. Ces anguillules passent à travers les cellules des tissus tendres dont elles se nourrissent, seules les membranes épaisses des nervures les arrêtent.
D’autres encore, comme les Ditylenchus, se rencontrent dans les parties herbacées des tiges ; elles sécrètent des enzymes pectinolytiques qui désorganisent les tissus dans lesquels elles peuvent circuler librement.
D’autres enfin, telles les Pratylenchus, sont localisées de préférence dans les parenchymes racinaires, leur présence et surtout leurs piqûres y provoquent des altérations profondes.
Tous ces animaux peuvent sortir des tissus végétaux et nager à la surface des feuilles et des tiges, ou dans les microcavités du sol, cette particularité en fait donc des nématodes endoparasites migrateurs.
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– Inclus les zones vasculaires des racines :
Les larves et les femelles des genres Heterodera et Meloïdogyne se trouvent profondément enfoncées dans les tissus des jeunes racines ; leurs piqûres provoquent, la formation de cellules géantes dans la zone vasculaire.
En grossissant, les femelles d’Heterodera font éclater le parenchyme cortical et leur corps enkysté finit par déborder plus ou moins des tissus qui l’hébergent.
Au contraire, les femelles de Meloïdogyne, tout en grossissant, provoquent une excitation hormonale plus ou moins intense des parenchymes avoisinants, leurs cellules se multiplient pour finalement former une galle qui nourrit et protège le nématode et sa ponte.
De par leur mode de vie, ces espèces sont classées dans les nématodes endoparasites sédentaires.
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– En partie noyé dans le parenchyme racinaire :
Quelques nématodes enfoncent la partie antérieure de leur corps dans le parenchyme cortical pour se nourrir ; certains, comme les Tylenchorhynchus, ne restent fixés que pour s’alimenter, d’autres au contraire, se fixent jusqu’à la mort tel Tylenchus semipenetrans. Les spécialistes les classent respectivement en nématodes semi-endoparasites migrateurs et sédentaires.
CONDITIONS DE DÉVELOPPEMENT ET FORME DE RÉSISTANCE |
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– Conditions de développement :
Pour que les nématodes soient en pleine activité, il faut que trois conditions essentielles soient réunies.
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– Température du sol suffisante :
Chaque espèce de nématode a des exigences particulières vis-à-vis de la température, il faut cependant signaler que seuls les sols tempérés ou chauds sont propices à la prolifération de ces animaux. Toutes autres conditions favorables réunies par ailleurs, on rencontré des populations d’autant plus riches et variées que l’on se rapproche des tropiques et de l’équateur ; la faune arctique étant à l’inverse extrêmement pauvre. Sous nos climats, on comprend donc que les cultures sous abris soient plus exposées à l’attaque de ces parasites.
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– Humidité du sol convenable :
L’eau est indispensable car elle permet aux nématodes de se déplacer en nageant dans les interstices inondés du sol ; d’autre part, la terre étant plus meuble, ces animaux peuvent s’y frayer plus facilement un passage. Leur faible taille les rend très sensibles à la dessication, aussi, tout dessèchement prolongé du sol entraîne la mort d’un grand nombre d’individus.
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– Présence de nourriture :
Ce facteur est particulièrement important pour les nématodes qui se nourrissent aux dépens d’un nombre restreint d’espèces végétales ; si ces dernières viennent à disparaître, ils peuvent mourir de faim ; certaine anguillules sont cependant capables de résister à un jeûne de un à deux ans tout en restant en activité. Les espèces polyphages, par contre, ont beaucoup moins de difficultés pour trouver des plantes-hôtes capables de les héberger.
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– Formes de résistance :
Lorsque les conditions que nous venons de citer ne sont pas réunies, les nématodes ont la possibilité d’entrer en vie ralentie (enkystement ou quiescence). Tous les individus d’une même espèce n’ont pas cette chance, seuls certains stades bien déterminés, variables selon les genres, sont frappés par un ralentissement du métabolisme. Ils peuvent rester dans cet état durant de longues périodes, plus de 20 ans pour certains.
Le mode le plus fréquent est l’enkystement au stade larvaire que l’on rencontre pour un grand nombre d’espèces. Dans ce cas, c’est un stade bien précis (2ème, 3ème ou 4ème stade larvaire selon les espèces) qui s’enkyste ; la jeune larve se déshydrate peu à peu et sa peau s’épaissit.
Dans le cas particulier des Heterodera, la forme de résistance est représentée par des œufs embryonnés (1er stade larvaire contenu dans la peau de l’œuf) emprisonnés dans le corps enkysté dans la femelle morte.
Quels que soient les cas, le « réveil » des individus en quiescence est sous la dépendance de stimulus chimiques représentés par des sécrétions racinaires spécifiques de leurs plantes-hôtes d’élection.
DISSÉMINATION ET PÉNÉTRATION DANS LES PLANTES |
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– Dissémination :
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– Dans le sol :
Les plantes infectées constituent des foyers à partir desquels les nématodes peuvent diffuser et atteindre les plantes alentour. Cette progression ne peut se faire que lorsque le sol est suffisamment humide pour permettre à ces animaux de nager dans les microcavités inondées existant entre les agrégats de terre. Seules les espèces vermiformes peuvent se déplacer facilement, cependant, dans les meilleures conditions, cette diffusion n’excède pas quelques mètres par an.
Ceci explique que dans les cultures atteintes, les dégâts restent longtemps localisés en rond. Dans certains cas, le ruissellement favorise la dissémination en entraînant les nématodes dans le sens de la pente ; ce phénomène s’observe fréquemment dans les cultures en coteaux, les zones contaminées prennent alors l’aspect de langues.
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– Dans les végétaux et les débris de culture :
En horticulture, les plantes ornementales font l’objet d’échanges commerciaux importants, et ceci d’autant plus que les horticulteurs se spécialisent souvent dans une phase bien précise de la culture (multiplication, élevage, finition et commercialisation). Si certains végétaux contaminés échappent à la vigilance des contrôleurs lors de ces échanges, ils constituent des foyers dans leur nouveau milieu de culture. Les nématodes effectuent le voyage soit dans le substrat terreux contenu dans les pots, soit dans les tissus mêmes des plantes (espèces endoparasites incluses dans les bulbes, les tiges et les feuilles).
Les débris végétaux représentent également un moyen important de dissémination ; en effet, les fragments de racines, de tiges ou de feuilles infestées peuvent se retrouver mélangés à un nouveau compost. Il est en outre possible que les débris desséchés soient entraînés par les courants d’air et entrent en contact avec des plantes saines.
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– Dissémination aérienne :
Elle n’existe que pour des anguillules endoparasites des tiges et des feuilles. Les déplacements se font à la surface même des organes végétaux, ils ne sont cependant possibles que si les plantes sont recouvertes d’un film d’eau dans lequel les nématodes puissent nager.
Les éclaboussures dues à la pluie ou à l’arrosage sont capables d’entraîner les parasites présents sur les feuilles contaminées où à la surface du sol et de les déposer sur les organes sains.
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– Pénétration :
Cette dernière n’est à envisager que pour les espèces endoparasites ; en effet, les nématodes ectoparasites se contentent seulement d’introduire leurs stylets buccaux dans la zone corticale tendre des radicelles.
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– Endoparasite des racines :
Les ravageurs de ce groupe pénètrent (complètement ou en partie) en détruisant les cellules fragiles de l’épiderme et du parenchyme cortical composant les zones tendres des extrémités racinaires ou bien en s’insinuant entre elles.
Seuls les nématodes vermiformes peuvent y parvenir (Pratylenchus à tous les stades, Heterodera et Meloïdogyne aux 2èmes stades larvaires).
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– Endoparasites des bulbes, des tiges et des feuilles :
Les espèces de ce groupe, en général de petite taille, pénètrent dans les plantes par l’intermédiaire des stomates présents sur toute les parties végétales herbacées ; elles peuvent également profiter de la présence de blessures d’origines diverses.
Dans tous les cas, la présence d’un film d’eau sur ces organes est indispensable aux déplacements des nématodes.
SYMPTÔMES PROVOQUÉS PAR LES ATTAQUES DES NÉMATODES |
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– Altération du système racinaire :
Ce sont principalement des piqûres effectuées avec leur stylet buccal qui occasionnent ces dégâts. Certaines plantes cicatrisent très mal et l’on observe une réduction progressive de la surface absorbante des racines. La plupart du temps, ces blessures sont des portes d’entrée idéales pour des agents pathogènes secondaires tels que les champignons et les bactéries ; ainsi, chaque piqûre évolue plus ou moins rapidement en point de pourriture pouvant entraîner, suivant l’intensité de l’attaque, la disparition d’une grande partie des radicelles ; ceci est parfaitement illustré par les invasions de Pratylenchus convallariae sur muguet, ce dernier voit son système racinaire succomber à l’action secondaire d’un champignon du sol, Cylindrocarpon radicicola.
Certaines espèces de nématodes se nourrissent de préférence au niveau de l’apex des racines ; l’action traumatisante des piqûres associée à l’effet toxique de la salive injectée ralentissent ou même inhibent la multiplication cellulaire dans les méristèmes responsables de la croissance racinaire.
Les espèces pénétrant dans les parenchymes corticaux des racines (Pratylenchus) sont responsables de nécroses qui affectent les tissus en profondeur pouvant ainsi arrêter la circulation de la sève.
Dans le cas des attaques d’Heterodera, les femelles sont profondément enfoncées dans les tissus ; après la fécondation, leur corps augmente considérablement de volume et font éclater les parenchymes corticaux qui les hébergeaient ; ces kystes sont alors parfaitement visibles à l’œil nu (1 mm de diamètre environ), d’abord blanchâtres, ils prennent une teinte brunâtre au terme de leur évolution. Ces plaies béantes sont rapidement le siège de graves pourritures.
Lors des invasions de Méloïdogynes, les radicelles présentent des galles souvent nombreuses, se succédant en chapelets ou pouvant confluer en amas plus ou moins difformes. Il faut cependant se garder de confondre ces malformations avec les nodosités que provoquent certaines bactéries utiles sur les racines d’un grand nombre de plantes de la famille des légumineuses. Les galles induites par ces nématodes sont constituées de tissus tendres, particulièrement propices au développement de certains champignons phytopathogènes tels que les Phytophthora par exemple.
Toutes ces attaques au niveau des racines ont des répercussions sur l’aspect et le développement de la partie aérienne des plantes. Comme nous l’avons déjà dit, ces anomalies ne sont pas spécifiques des invasions de nématodes mais traduisent simplement un mauvais fonctionnement du système radiculaire ; ce sont cependant souvent les seuls indices permettant d’attirer l’attention de l’horticulteur qui devra alors procéder à un examen scrupuleux des racines pour confirmer ou infirmer la responsabilité des anguillules. Parmi ces symptômes nous pouvons citer des réductions ou des arrêts de croissance, les chloroses diffuses du feuillage commençant la plupart du temps par le bord du limbe et aboutissant généralement à un dessèchement ou à la chute des feuilles. Dans certains cas on observe des flétrissements dont l’issue est souvent fatale, dans d’autres, des chloroses typiques de carences en oligo-éléments, les racines altérées étant alors incapables d’extraire ces substances minérales du sol, on peut parler dans ce cas de carences induites ou de carences parasitaires.
En outre, les nématodes sont capables de transporter et d’inoculer aux plantes de graves maladies ou tout du moins d’en favoriser l’installation ; parmi de nombreux exemples, on peut citer :
- Le « court noué » de la vigne, redoutable virose véhiculée par Xiphinema index.
- Les pourritures bactériennes à Erwinia envahissant beaucoup plus facilement les organes souterrains lorsque les nématodes phytophages sont abondants.
- La fusariose de l’œillet (Fusarium oxysporum f. sp. Dianthi) prend une intensité toute particulière en cas d’attaque conjointe de Meloïdogynes.
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– Altérations des bulbes :
L’aspect le plus connu est la « maladie annulaire » des narcisses et des jacinthes provoquées par Ditylenchus dipsaci : elle se traduit par une pourriture noirâtre de certaines écailles, de ce fait, lorsqu’on pratique une coupe transversale dans un bulbe, les organes malades apparaissent sous forme d’anneaux concentriques noirs. Généralement la pourriture s’étend et l’oignon est détruit. Cette anguillule peut également se développer aux dépens des anémones sur lesquelles elle entraîne un ramollissement puis une destruction du collet et des griffes. Ditylenchus destructor provoque des dégâts assez voisins sur les crocus, les tulipes,…
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– Altérations des tiges :
Le responsable des symptômes relevés à ce niveau est essentiellement Ditylenchus dipsaci. Selon les plantes atteintes, on peut observer des plages huileuses brunâtres associées à un raccourcissement des entre-nœuds. Les tiges présentent parfois des malformations (renflements) ou des distorsions plus ou moins accusées ; enfin, il est possible que les tissus infestés éclatent. Parmi les plantes particulièrement sensibles on peut citer le chrysanthème, l’hortensia et le coleus.
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– Altérations des feuilles :
La plupart des symptômes relevés sur les feuilles peuvent être attribués à diverses espèces de nématodes appartenant au genre Aphelencoïdes. L’invasion du limbe par les anguillules se traduit par des taches jaunâtres puis brunes ou noirâtres selon les plantes, très caractéristiques car nettement limitées par les nervures principales (dégâts assez fréquents sur chrysanthème et sur Pteris). L’Asplenium, par contre, montre un brunissement généralisé débutant par la base des feuilles : pour d’autres plantes comme les bégonias ou les saintpaulias, des taches irrégulières sont visibles au revers du limbe.
On assiste parfois à des attaques conjointes d’Aphelencoïdes fragariae et de Ditylenchus dipsaci déterminant des déformations des feuilles (froissements, gaufrage, distorsion) ; ceci est relativement fréquent chez l’hortensia et le phlox.
MÉTHODES DE LUTTE |
La découverte de la responsabilité des nématodes dans de nombreuses maladies a poussé les producteurs à rechercher des méthodes de lutte efficaces. L’efficacité dans le domaine de la protection contre les anguillules plus que contre tout autre parasite, nécessite un effort financier important, effort qui se justifie pour les cultures intensives à hauts rendements telles que les productions horticoles. Cependant, il existe des moyens simples et peu onéreux permettant de limiter les populations de nématodes nuisibles à des niveaux supportables.
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– Méthodes culturales :
Pour être efficaces, ces techniques doivent s’appuyer sur une connaissance approfondie de la biologie des nématodes les plus à craindre pour une culture donnée.
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– La rotation des cultures :
D’un point de vue phytosanitaire, la rotation des cultures, en provoquant la disparition périodique de la plante-hôte, entraîne théoriquement la mort, faute de nourriture, des parasites qui lui sont spécifiques ; ainsi, la remise en culture de cette même plante un an ou deux plus tard aura lieu dans un sol pratiquement débarrassé de ses ennemis.
Dans la pratique, le recours à un assolement présente un intérêt très limité vis-à-vis des nématodes ; les raisons en sont variées :
La plupart des plantes horticoles sont agressées par des espèces polyphages telles que Ditylenchus dipsaci, les Pratylenchus et de nombreuses espèces des genres Meloïdogyne et Aphelenchoïdes, aussi, le fait de changer de culture n’a que peu de répercussions sur le niveau de leurs populations car ils se développent aussi facilement sur les nouvelles plantes.
Les nématodes inféodés à une seule sorte de végétaux sont rares, on peut cependant citer Pratylenchus convallariae lié au muguet, Heterodera fici et Heterodera cacti dépendant réciproquement des Ficus et des cactées. On pourrait penser que la rotation des cultures donne de bons résultats dans ces quelques cas, malheureusement, et nous l’avons déjà vu dans les chapitres précédents, ces animaux ont la faculté de se mettre en vie ralentie durant de nombreuses années lorsque la nourriture vient à manquer ;cependant, cette faculté étant l’apanage d’un stade larvaire bien précis, il est intéressant de noter que la population de ces ravageurs diminue dans de notables propositions après une interruption, il faut porter cette interruption à dix ou vingt ans. Il faut signaler que certaines plantes ont des pouvoirs nématicides, c’est-à-dire que leur sécrétions racinaires ont un effet répulsif voire toxique sur la plupart des anguillules ; les végétaux d’ornement les plus souvent cités à cet égard sont l’œillet d’inde (Tagetes patula) et l’asparagus des fleuristes (Asparagus plumosus). On comprend l’intérêt, quand les débouchés le permettent, d’inclure de telles cultures dans la rotation.
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– Choix de plantes résistantes ou tolérantes :
Il existe par le monde, de nombreux végétaux qui ne sont pas attaqués par les nématodes ou qui sont pratiquement insensibles à leurs piqûres (cicatrisation très rapide). Il est parfois possible de trouver au sein d’une même espèce, d’un même genre ou d’une même famille des plantes ornementales hyper sensibles au point d’être incultivables, et d’autres, au contraire, parfaitement résistante aux anguillules. Dans ce cas, les producteurs de semences s’efforcent, par des croisements savants, de conférer le caractère de résistance aux nouveaux hybrides ; il apparaît également intéressant pour les plantes pérennes, de pouvoir utiliser les cultivars ou les espèces résistants comme porte-greffe.
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– Méthodes visant à perturber la dissémination des nématodes :
Les techniques les plus efficaces s’adressent aux espèces endoparasites migratrices des organes aériens, plus spécialement celles appartenant au genre Aphelenchoïdes ainsi que Ditylenchus dipsaci. Ces animaux, pour quitter les zones surinfestées ou mortes en quête de tissus sains, se déplacent dans les gouttelettes d’eau présentes à la surface des végétaux et pénètrent par les stomates. Connaissant cette particularité, l’horticulteur évitera, dans la mesure du possible, de mouiller le feuillage des plantes sensibles en limitant la condensation dans les serres et les châssis ainsi que la formation de rosée, en pratiquant des arrosages au pied sans éclaboussures ; notons à cet égard que la technique du goutte à goutte à un effet bénéfique dans ce domaine.
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– Hygiène générale :
Des précautions toutes simples permettent d’éviter de graves épidémies. Il est par exemple déconseillé d’utiliser les débris végétaux (aériens ou souterrains) provenant d’une culture ayant présenté des symptômes d’attaque pour confectionner un compost, à moins que ce dernier ne subisse une désinfection. En effet, un grand nombre d’individus se mettront en vie ralentie en attendant que les déchets soient réutilisés.
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– Sélection sanitaire :
Lorsqu’elle est possible, il est toujours souhaitable de l’appliquer aux jeunes plants et aux boutures avant leur mise en culture. On recherchera en particulier les éventuels symptômes sur le feuillage et les tiges des boutures de plantes sensibles, de même, le dépistage des galles et des kystes sur les racines permettra d’éliminer les jeunes plants contaminés qui deviendraient de dangereux foyers d’infection s’ils étaient utilisés.
- – Méthodes physiques :
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– La désinfection à la vapeur :
Cette technique vise à éliminer les nématodes quel que soit leur stade évolutif et tout particulièrement les formes résistantes telles que les kystes et les anguillules en quiescence. La désinfection à la vapeur est une méthode préventive qui se pratique sur le sol en place ou sur les mélanges terreux avant la mise en culture.
On fait pénétrer le plus profondément possible dans le sol de la vapeur d’eau surchauffée sous pression en l’insufflant sous des cloches à désinfection ou des bâches hermétiques, ou bien en l’inoculant grâce à des herses creuses. Bien que la plupart des espèces de nématodes soient tuées à partir de 50 à 60°C, les chaudières doivent porter la vapeur d’eau à 105 ou 110°C pour compenser les pertes de chaleur qui se produisent inévitablement durant le parcours et la pénétration de cette dernière dans le sol.
D’autre part, pour que la température s’élève rapidement, il faut que la terre soit assez sèche. Le traitement ne doit pas être trop violent, la température du sol ne devant pas excéder 90 à 95°C (contrôle avec des sondes) car on risquerait de détruire l’humus et de favoriser la formation de substances toxiques (nitrites).
Une désinfection laisse le sol vierge, aussi toute recontamination accidentelle y prend des proportions souvent catastrophiques (absence d’espèces antagonistes), il faudra donc veiller, au départ, à n’utiliser que de jeunes plants indemnes de tout parasite. Quelle que soit la qualité de la désinfection, la vapeur ne peut atteindre efficacement les couches profondes, de sorte qu’on se trouve à la merci d’une recolonisation par des espèces se développant dans ces horizons, les Paratylenchus par exemple.
Bien que la mise en œuvre de la désinfection du sol à la vapeur soir coûteuse, les entreprises horticoles l’emploient volontiers en raison de sa polyvalence (destruction de nombreux parasites, germes de maladies et graines de mauvaises herbes).
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– Le trempage dans l’eau chaude :
Cette technique curative est destinée aux espèces endoparasites, elle consiste à immergé des organes végétaux contaminés ou suspects dans l’eau suffisamment chaude pour tuer les parasites mais cependant sans excès afin d’épargner les tissus de la plante ; toute la difficulté réside en fait dans la faible différence entre les températures létales de l’hôte et du ravageur.
La méthode est utilisée depuis de nombreuses années sur les bulbes de narcisses et de jacinthes infestés par Ditylenchus dipsaci : ces organes sont plongés pendant deux heures dans l’eau à 43,5°C ; il est impératif que les bulbes soient en repos végétatif. Cette technique a été étendue à d’autres plantes bulbeuses (iris, glaïeuls,…) ainsi qu’aux rhizomes de muguet. Plus récemment, des expériences concluantes ont été menées sur des porte-greffes de rosier et de vigne (trempage des racines) ainsi que sur diverses plantes en pot (trempage des pots en culture pendant une heure à 50°C pour Ficus elastica par exemple).
Comparée à l’efficacité et à la simplicité d’application de la chimiothérapie, la technique du trempage s’avère de mise en œuvre délicate pour l’horticulteur.
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– Méthodes biologiques :
Pour l’instant, ces méthodes sont à l’étude, certaines ont déjà trouvé des applications prometteuses en horticulture (culture des champignons de couches, maraîchage,…).
Les principales voies de recherche sont les suivantes :
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– Utilisation de nématodes carnivores :
Parmi les plus actifs signalons Seinura tenuicaudata (Aphélenchoïdés), capable de se nourrir aux dépens de nombreuses autres espèces (Ditylenchus, Heterodera, Meloïdogyne,…) ; et surtout Seinura oxura utilisé dans les champignons pour lutter contre Ditylenchus myceliophagus.
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– L’utilisation de champignons du sol capturant et consommant les nématodes :
Ces organismes développent des organes de capture (lacets, bouton-ventouses,…) qui piègent les nématodes libres, ces derniers sont ensuite pénétrés et digérés par le mycelium. Des applications intéressantes ont été obtenues récemment en ensemençant le sol avec un champignon nématophage du genre Arthrobotrys, ce dernier se montrant particulièrement efficace sur les larves mobiles de Meloïdogyne dont il peut faire chuter les populations dans une proportion de 70 à 80 %.
Bien que la plupart de ces méthodes soient encore expérimentales, il est possible, grâce à une meilleure connaissance des organismes en cause, d’espérer une amélioration de l’efficacité et une extension du champ d’application.