-
GLOSSAIRE
560
- A.D.N.
- ABA
- ABATOL
- ABATOUL
- ABATTIS
- ABAXIAL
- ABERRANT
- ABIÉTAIE
- ABIOTIQUE
- ABLASTIE
- ABORIGÈNE
- ABORNEMENT
- ABORTIF
- ABREVIE
- ABRICOT
- ABRUPT
- ABRUPTEMENT
- ABRUPTINERVÉ
- ABRUPTIPENNÉE
- ABSCISE
- ABSCISSE
- ABSCISSION
- ABSCISSIQUE (ACIDE)
- ABSORBANT
- ABYSSALE
- ABYSSE
- ACAHUAL
- ACALICALE
- ACALICULÉ
- ACANTHAIRE
- ACANTHÉ
- ACANTHOCARPE
- ACANTHOCLADE
- ACANTHOPHORE
- ACANTHOPODE
- ACAROCÉCIDIES
- ACAULE
- ACAULESCENT
- ACCESCENT
- ACCOMMODAT
- ACÉTYLCHOLINE
- ACÉTYLE
- ACICULE
- ACIDE ASCORBIQUE
- ACRONYMIE
- ACROTONIE
- ACTINOMORPHE
- ACTINOPODA
- ACUMINE
- ADAXIAL
- ADENOCARCINOME
- ADN ribosomique
- ADULTE (FEUILLE)
- ADVENTICE
- AÉROBIE
- AÉROHALIN
- Aesculus hippocastanum « Paras
- AGAMOSPERMIE
- AGAMOSPERMIE GAMETOPHYTE
- AGAMOSPERMIE SPOROPHYTIQUE
- AGENT PHYTOPATHOGENE
- AIGUILLON
- AKÈNE
- ALBUMEN
- ALCALOÏDE
- ALCALOÏDE PYRROLIZIDINIQUE
- ALCALOÏDE TROPANIQUE
- ALLANTOÏNE
- ALLELE
- ALLERGENE
- ALLERGENICITER
- ALUMINOSILICATE
- AMIBOÏDE
- AMIDON
- AMINE
- AMOEBOZOA
- AMPHIBIA
- AMPHIHALIN
- AMPHITONIE
- AMPHITROPE
- AMPHIXÉNOSE
- AMYLACE
- ANABIOSE
- ANAÉROBIE
- ANAPHASE
- ANASTOMOSE
- ANATROPE
- ANDROCEE
- ANDROMONOIQUE
- ANEMOGAME
- ANGIOSPERME
- ANION
- ANISOCLADIE
- ANISOCYTIQUE
- ANISOPHYLLIE
- ANOMOCYTIQUE
- ANTERIEUR
- ANTHERE
- ANTHOCEROTOPHYTA
- ANTHOPHYTE
- ANTHROPOZOONOSE
- ANTICHOLINERGIQUE
- ANTIGÈNE
- APANAGE
- APEIRON
- APERTURE
- APEX
- APOMIXIES
- APOSÉMATISME
- APOSPORIE
- ARABINOSE
- ARCHAEA
- ARCHAEPLASTIDA
- ARCHÉGONE
- ARILLE
- ARTHROPODA – ARTHROPODE
- ASCOMYCÈTE
- ASYMÉTRIE
- ATOME
- ATYPIQUE
- AUTOGAME
- AUTOGAMIE
- AUTOHÉMORRHÉE
- AUTOSOME
- AUTOTROPHE
- AUTOTROPHIE
- AVOCYTE
- AXILLAIRE
- AXONÈME
- BACILLE – FORME
- BACTÉRIE
- BACTÉRIOCÉCIDIES
- BAIE
- BASALTE
- BASALTIQUE
- BASILAIRE
- BASITONIE
- BIFACIALE
- BIOCHIMIE
- BIODIVERSITÉ
- BIOLOGIE
- BIOMINÉRALISATION
- BIOSPHÈRE
- BIOTOPE
- BIOTROPHIQUE Nouveau
- BIOVAR
- BIVOLTINE Nouveau
- BOCAGE
- BORE
- BOTANIQUE
- BRACTEE
- BROME
- BRYOPHYTA
- BRYOPHYTE
- CABOSSE
- CADUCIFOLIÉE
- CAECOTROPHIE
- CALCIUM
- CALICE
- CAMBIUM
- CAMBRIEN
- CAMPYLOTROPE
- CANALICULE
- CAPSULE
- CARPELLE
- CARPOPHORE
- CARYOCINÈSE
- CARYOPSE
- CARYOTYPE
- CASÉINE
- CATION
- CAULINAIRE
- CÉCIDIE
- CÉCIDOGÈNE
- CELLULE (biologie)
- CELLULE GERMINALE
- CELLULE SOMATIQUE
- CELLULOSE
- CEMAGREF - INSTITUT NATIONAL DE RECHERCHE EN SCIENCES ET TECHNOLOGIES POUR L'ENVIRONNEMENT ET L'AGRICULTURE
- CENOZOÏQUE
- CENTROMÈRE
- CESPITEUX
- CHAMAEPHYTE
- CHAROPHYTE
- CHAZALE
- CHÉLATION
- CHÊNAIE
- CHIMIOSYNTHESE
- CHIMIOTROPHE
- CHIMIOTROPHIE
- CHITINE
- CHLORE
- CHLORENCHYME
- CHLOROBIONTA – CHLOROBIONTE
- CHLOROPHYLLE
- CHLOROPHYTA
- CHLOROPLASTE
- CHROMATIDES
- CHROMATINE
- CHROME
- CHROMISTA
- CHROMOSOME
- CHRYSALIDE
- CILIOPHORA
- CIRCINOTROPE
- CIRCULATION THERMOHALINE
- CITRIFORME
- CLADE
- CLADOGENÈSE
- CLASSE - BIOLOGIE
- CLASSIFICATION
- CLASSIFICATION CLASSIQUE
- CLASSIFICATION DE RAUNKIER
- CLASSIFICATION PHYLOGÉNÉTIQUE
- CLASSIFICATION SCIENTIFIQUE DES ESPECES
- CLINOPYROXENE
- CNIDARIA
- CNIDOSPORIDIES
- COLEOCHAETALES
- COLLENCHYME
- COLLOÏDE
- COLLUVION
- CONFÉE
- COPROPHAGE
- COPROPHILE
- CORALLIFORME
- CORDIFORME
- CORDON OMBILICAL
- CORMOPHYTE
- CORTEX
- CORTICALE
- CORYMBIFORME
- CORYNEBACTERIUM
- CORYNÉFORME Nouveau
- COSMOPOLITE
- COTYLEDON
- CRISTALLOGRAPHIE
- CROISSANCE MONOPODIALE
- CRYOSOL
- CRYPTOGAME
- CRYSTALLOGRAPHIQUE
- CUPULE
- CUTICULE
- CUTINE
- CYANOBACTÉRIE
- CYCADOPHYTA
- CYCLOCYTIQUE
- CYCLOZOONOSE
- CYME
- CYNORHODON
- CYPRINODONTIFORMES
- CYTINELLE
- CYTOCHROME
- CYTOPLASME
- CYTOSOL
- CYTOSQUELETTE
- DECUSSEE
- DI-IODOTYROSINE
- DIACYTIQUE
- DIADELPHE
- DIAGEOTROPISME
- DIAGRAMME FLORAL
- DIAMINOBUTYRATE
- DIAPAUSE
- DICHASIUM
- DICHOTOMIQUE
- DICOTYLEDONE (MAGNOLIOPSIDA)
- DIÉCIE
- DIMORPHISME SEXUEL
- DIOÏQUE
- DIONYSOS
- DIPLOÏDE
- DISAMARE
- DISTIQUE
- DIURNES
- DIVISION
- DIVISION CELLULAIRE
- DIXÈNE
- DOMAINE – BIOLOGIE
- DOUBLE FÉCONDATION
- DRUPE
- DUALITE ONDE-CORPUSCULE
- DULÇAQUICOLE
- ÉCOLOGIE
- ECOSYSTEME
- ECTOPARASITE
- EDAPHIQUE
- EDEAGE
- ELECTROPHORESE
- ELLIPSOÏDE – AIGUILLON (BOTANI
- ELOPHYTE
- ELYTRE
- EMBRANCHEMENT – BIOLOGIE
- ÉNAULOPHYTE
- ENDOSPORE
- ENKYSTE
- ENKYSTEMENT
- ENSIFERA
- ENTOMOCÉCIDIES
- ENTOMOGAME
- ENTOMOGAMIE
- ENTOMOPHAGE
- ÉPICOTYLE
- ÉPIGENETIQUE
- EPINASTIE
- EPITYPE
- EQUISETIDAE
- EURASIATIQUE
- EURASIATIQUE
- EURASIE
- EURYHALIN
- EUTÉLIE
- EUTROPHE
- EUTROPHILE
- EXINE
- EXONDE
- EXTRÊMOPHILE
- FIPRONIL
- FOLIOLE
- FOLIOLULE
- FORAMINIFERA
- FUNDUS
- FUNICULE
- GAMÉTANGE
- GBIF
- GENOTYPE
- GÉOPHYTE
- GEOTROPISME
- GIBBERELLINE
- GLAUCOPHYTA
- GLOBOGÉRINE
- GLYCOPHYTE
- GUANGUE
- HALIN
- HALOARCULA
- HALOBACTERIUM
- HALOBIONTE
- HALOCOCCUS
- HALOFERAX
- HALOFOBE
- HALOPHILE
- HALOPHYTIQUE
- HALOTOLÉRANT
- HAPANTOTYPE
- HÉLIOZOAIRE
- HÉMIANATROPE
- HÉMICRYPTOPHYTE
- HÉMIZOONOSE
- HEMOCULTURE
- HÉMOLYMPHE
- HETEROMETABOLE
- HÉTÉROSPORIE
- HÉTÉROXYLÉ
- HÊTRAIE
- HILE
- HOLOTHURIE - CONCOMBRE DE MER
- HOLOTYPE
- HOLOZOONOSE
- HOPTÈNE
- HYDATHODE Nouveau
- HYDROCHORIE
- HYDROGÉOPHYTE
- HYDROHÉMICRYPTOPHYTES
- HYDROLYSE
- HYDROPHYTE
- HYDROTHÉROPHYTE
- HYDROXYLE
- HYMÉNOPHORE
- HYPOCOTYLE
- HYPONYME
- I.T.I.S
- ICONOTYPE
- INDÉHISCENT
- INFÉODÉ
- INFRAHALINE
- INFRAPHYLUM
- INFUSOIRE
- INOCULÉ
- ISOHALINE
- ISOLECTOTYPE
- ISONEOTYPE
- ISOSPORIE
- ISOTYPE
- IVERMECTINE
- LACTOBACILLUS
- LAGOMORPHE
- LECTOTYPE
- LENTIQUE
- LES PLANTES VASCULAIRES
- LÉTHARGIE
- LEUCOCYTE
- LIGNINE
- LITHOLOGIE
- LOI DE L’OSMOMÉTRIE
- LYCOPHYTA
- LYCOPODE
- LYCOPODINEE
- LYCOPODIOPHYTA
- MACRONUCLÉUS
- MACROPHANÉROPHYTE
- MANOBACTÉRIE
- MARAIS SALANT
- MARCHANTIOPHYTA
- MÉAT
- MÉGAPHANÉROPHYTE
- MÉGAPHORBIAIE EUTROPHILE
- MEMBRANE CELLULAIRE
- MÉSOHALINE
- MÉSOPHANÉROPHYTE
- MÉTABOLISME
- MÉTABOLITE SECONDAIRE
- MÉTAZOONOSE
- METHANE
- MICRONUCLÉUS
- MICROPHYLLE
- MICROPHYLUM
- MIGRATIONS AMPHIBIOTIQUES
- MIXOHALIN
- MONOCHASIUM
- MONOPHYLÉTIQUE
- MONOPODE
- MONYLOPHYTE
- MUCIGEL
- MYCÉTOPHAGE
- MYCOCÉCIDIES
- MYOFILAMENT
- NANOPHANÉROPHYTE
- NATRONOCOCCUS
- NECROMASSE
- NÉMATOCÉCIDIES
- NEOTYPE
- NOCARDIA
- NOM VERNACULAIRE
- NOMENCLATURE – BIOLOGIE
- NUMMULITE
- OLIGOHALINE
- ONOMATOPHORE
- OOPHAGIE
- OOTHEQUE – ŒUF D’INSECTE
- ORTHOGEOPISME
- ORTHOTROPE
- ORTOPTERA
- OVISCAPTE
- PALÉOZOÏQUE
- PARALECTOTYPE
- PARAPHYLÉTIQUE
- PARAPHYMATOCEROS
- PARASITOÏDE
- PARATYPE
- PARENCHYME CORTICAL
- PATHOLOGIE
- PATHOVAR Nouveau
- PECTINE
- PECTINOLYTIQUE
- PEPTIDOGLYCANE
- PERMAFROST
- PÉTIOLULE
- PHAGOCYTOSE
- PHANÉROPHYTE
- PHENOTYPE
- Phylogénie
- PHYMATOCEROS
- PHYTOFLAGELLE
- PHYTOHORMONE
- PHYTOPATHOGÈNE
- PHYTOPHAGE - HERBIVORE
- PHYTOPLANCTON
- PIRIFORME
- PLAGIOTROPE
- PLASMODE
- PLASMODESMOPHYTE
- PLECOPTERA
- PLEIOCHASIUM
- PLÉSIOMORPHE
- PODOSPERME
- POIL RACINAIRE
- POLYHALINE
- POLYMORPHISME
- POLYMORPHISME GENETIQUE
- POLYPHAGE
- POLYPHENISME
- PRASINOPHYCEAE
- Pratylenchus scribneri
- PRESSION OSMATIQUE
- PROEMBRYON
- PROGNATHISME
- PROLIXE
- PROTHALLE
- PROTOLOGUE
- PSEUDOBULBE
- PTERIDOPHYTA
- PUPE
- QUIESCENCE
- QUINOLIZIDINE
- RADIAIRE
- RADIOLARIA
- RAMIFICATION SYMPODIALE
- RAMIFICATION SYMPODIALE MONOCH
- RANG TAXONOMIQUE
- RAPHÉ
- RÈGNE – BIOLOGIE
- RHIZOFLAGELLÉS
- RHIZOMYCELIUM Nouveau
- RHODOBIONTA – RHODOPHYTA
- RHYZODERME
- RIBOSOME
- SACCHAROLYTIQUE
- SALINE
- SAPROZOONOSE
- SAUMÂTRE
- SCATOMOPHAGE
- SCLERENCHYME
- SÉNESCENCE
- SEPSIE – SEPTICÉMIE
- SEPTENTRIONALE
- SEPTUM
- SESQUITERPÈNE
- SOLIFLUXION
- SOUS – EMBRANCHEMENT
- SPERMATOPHORE
- SPERMATOPHYLAX
- SPERMATOPHYTE
- SPHÉNOPHYTE
- SPINESCENT
- SPIRILLUM
- SPORANGE
- SPOROPHYTE
- SPOROZOAIRE
- SPORULENT
- STÉNOHALIN
- STERNITE - SCLERITE
- STIMULUS
- STIPULE
- STREPTOPHYTA
- SUBSTRAT
- SUPER-FAMILLE
- SUSPENSEUR
- SYMPODE
- SYMPODIAL – SYMPODIQUE
- Synapomorphie
- SYNAPOMORPHIE
- SYNTYPE
- TAUTONYME
- TERPÉNOÏDE
- THALLOPHYTE
- THÉROPHYTE
- TOPOTYPE
- TOXINE OEDÉMATOGÈNE
- TRACHÉIDE
- TRACHEOPHYTA
- TREBOUXIOPHYCEAE
- TRICHOBLASTE
- TUBE SEMINIFERE
- TYPE (BIOLOGIE)
- ULTRAHALINE
- ULTRAMICROBACTÉRIE
- XEROPHYTE
- ZOOANTHROPONOSE
- ZOOFLAGELLÉ
- ZOONOSE
- CLASSE DES BACTERIES 2
- CLASSIFICATION PHYLOGENETIQUE 1
- DEFINITIONS, CLASSIFICATION ET NOMENCLATURE DES BACTERIES 1
- DIVISON DU REGNE DES BACTERIES 1
- EUBACTERIA (CLASSIFICATION PHYLOGÉNÉTIQUE) 1
- FAMILLES DES BACTERIES 2
- GENRE DES BACTERIES 1
- GROUPE DE BACTERIES 1
-
NOMENCLATURE DES BACTERIES
105
- Acetobacter
- Acetobacter aceti
- Acetobacter cerevisiae
- Acetobacter cibinongensis
- Acetobacter Diazotrophicus
- Acetobacter estuniensis
- Acetobacter fabarum
- Acetobacter farinalis
- Acetobacter ghanensis
- Acetobacter indonesiensis
- Acetobacter lambici
- Acetobacter lovaniensis
- Acetobacter malorum
- Acetobacter nitrogenifigens
- Acetobacter oeni
- Acetobacter okinawensis
- Acetobacter orientalis
- Acetobacter orleanensis
- Acetobacter papayae
- Acetobacter pasteurianus
- Acetobacter peroxydans
- Acetobacter persici
- Acetobacter polyoxogenes
- Acetobacter pomorum
- Acetobacter senegalensis
- Acetobacter sicerae
- Acetobacter subgen
- Acetobacter syzygii
- Acetobacter thailandicus
- Acetobacter tropicalis
- Acinetobacter calcoaceticus
- Actinomyces
- Agrobacterium
- Bacillus alcalophilus
- Bacillus anthracis
- Bacillus cereus
- Bacillus circulans
- Bacillus megaterium
- Bacillus mycoides
- Bacillus pseudomycoides
- Bacillus sp.
- Bacillus sphaericus
- Bacillus thuringiensis
- Bacillus thuringiensis kurstaki
- Bacillus weihenstephanensis
- Bactéries à gram positif
- Bactéries foliaires
- Candidatus
- Clavibacter michiganensis
- Clavibacter michiganensis subs
- Dickeya Solani
- Gluconacetobacter entanii
- Gluconacetobacter europaeus
- Gluconacetobacter hansenii
- Gluconacetobacter intermedius
- Gluconacetobacter johannae
- Gluconacetobacter liquefaciens
- Gluconacetobacter oboediens
- Gluconacetobacter xylinus
- Gluconobacter
- Gluconobacter albidus
- Gluconobacter asaii
- Gluconobacter cerevisiae
- Gluconobacter cerinus
- Gluconobacter frateurii
- Gluconobacter japonicus
- Gluconobacter kanchanaburiensi
- Gluconobacter kondonii
- Gluconobacter morbifer
- Gluconobacter oxydans
- Gluconobacter thailandicus
- Lactobacillus brevis
- Lactobacillus buchneri
- Lactobacillus casei
- Lactobacillus curvatus
- Lactobacillus delbrueckii
- Lactobacillus diolivorans
- Lactobacillus fermentum
- Lactobacillus fructivorans
- Lactobacillus jensenii
- Lactobacillus kunkeei
- Lactobacillus leichmannii
- Lactobacillus mali
- Lactobacillus nagelii
- Lactobacillus paracasei
- Lactobacillus plantarum
- Lactobacillus vini
- Lysinibacillus sphaericus
- Oenococcus oeni
- Pectobacterium carotovorum
- Pediococcus damnosus
- Pseudomonas fluorescens
- Ralstonia solanacearum
- Streptobacillus moniliformis
- Streptomyces
- Streptomyces acidiscabies
- Streptomyces europaeiscabiei
- Streptomyces ipomoeae
- Streptomyces luridiscabiei
- Streptomyces niveiscabiei
- Streptomyces puniciscabiei
- Streptomyces reticuliscabiei
- Streptomyces scabies
- Streptomyces stelliscabiei
- Streptomyces turgescabies
- ORDRE DES BACTERIES 0
-
LES BOTANISTES
85
- Acharius Erik
- Acuna Galé Julian Baldomero
- Adam Johannes Michael Friedrich
- Adamson Michel
- Adamson Robert Stephen
- Afzelius Adam
- Agardh Carl Adolph
- Agardh Jacob Georg
- Ager Nicolas
- Agosti Giuseppe
- Airy Shaw Herbert Kenneth
- Aitchison James Edward Tierney
- Aiton William
- AitonWilliam Townsend
- Ake Assi Laurent
- Al-Baitar Abu Muhammad
- Albertini Johannes Baptista Von
- Albow Nikolai Michailowitsch
- Alderwerelt Van Rosenburgh Cornelis Rugier Willem Karen Van
- Aldrovandi Ulisse
- Alexandre Paul
- Allamand Frédéric-Louis
- Allard Gaston
- Allemão Francisco Freire
- Allemend Jules
- Allioni Carlo
- Allorge Pierre
- Alpini Prospero
- Alston Arthur Hugh Garfit
- Alston Charles
- Alzate Jose Antonio
- Ambrosini Bartolomeo
- Amman Johann
- Amoreux Pierre-Joseph
- Anaxagore
- Anaximandre
- Anderson Edgar Shannon
- Anderson James
- Andrews Henry Charles
- Andrews Henry Nathaniel
- Anguillara Luigi
- Antoine Franz
- Arber Agnes
- Arduino Pietro
- Arechavaleta Y Balpardo
- Arenes Jean
- Armen Takhtajan
- Arnold Chester Arthur
- Berkeley Miles Joseph
- Blume Carl Ludwig
- Brongniart Adolphe Théodore
- Brongniart Alexandre
- Cooke Mordecai Cubitt
- Delastre Charles Jean Louis
- Dumortier Barthélemy Charles J
- Empédocle
- Engler Adolf
- Fuckel Karl Wilhelm Gottlieb L
- Gilg Ernst Friedrich
- Harms Hermann
- Jacquin Nikolaus Joseph von
- Johannsen Ludvig Wilhelm
- Johansson Carl Johan
- Jussieu Adrien
- Jussieu Antoine
- Jussieu Antoine-Laurent
- Jussieu Bernard
- Jussieu Joseph
- Leighton William Alport
- Linné Carl Von
- Lintchevski Igor Alexandrovitc
- Martynov Ivan
- Meyer Ernst Heinrich Friedrich
- Meyer Georg Friedrich Wilhelm
- Nakai Takenoshin
- Phillips William
- Plowright Charles Bagge
- Ravenel Henry William
- Taphrina athyrii
- Tulasne Charles
- Tulasne Edmond
- Vest Loreng Chysanth Von
- Voigt Friedrich Siegmund
- Voigt Joachim Johann Otto
- Werdermann Erich
- LISTE DES BOTANISTES 1
- LES ORDRES DES INSECTES 1
- LES SUPER-ORDRES DES INSECTES 1
-
LES FAMILLES DES INSECTES
81
- Acrididae
- Aderidae
- Alexiidae
- Alleculidae
- Anobiidae
- Anthicidae
- Anthribidae
- Apionidae
- Aspidiphoridae
- Biphyllidae
- Bostrichidae
- Bruchidae
- Bruchinae
- Buprestidae
- Byrrhidae
- Cantharidae
- Carabidae
- Cerambycidae (Capricornes, Longicornes)
- Cholevinae
- Chrysomelidae
- Cicadidae
- Ciidae
- Clambidae
- Cleridae
- Coccinellidae
- Colydiidae
- Cryptophagidae
- Curculionidae
- Dermestidae
- Derodontidae
- Dytiscidae
- Elateridae
- Elmidae
- Erebidae
- Eucnemidae
- Gracillariidae
- Heterodera medicaginis
- Histeridae
- Hydraenidae
- Hydrophilidae
- Kateretidae
- Laemophloeidae
- Languriidae
- Latridiidae
- Leiodidae
- Limnichidae
- Lycidae
- Lyctidae
- Malachiinae – Malachiidae
- Melandryidae
- Meloidae
- Melyridae
- Monotomidae
- Mordellidae
- Nicrophorinae
- Nitidulidae
- Noctuidae
- Oedemeridae
- Phalacridae
- Phloiophilidae
- Pselaphidae
- Ptiliidae
- Rhynchitidae
- Scarabaeidae
- Scirtidae
- Scolytidae
- Scraptiidae
- Scydmaenidae
- Silphidae
- Silphinae
- Silvanidae
- Sphindidae
- Sphingidae
- Staphylinidae
- Staphylinoidea
- Tenebrionidae
- Throscidae
- Tortricidae
- Trogossitidae
- Urodidae
- Urodontinae
-
LES SOUS-FAMILLES DES INSECTES
50
- Anthicinae
- Anthiinae (Carabidae)
- Anthribinae
- Brachininae
- Buprestinae
- Caelifera
- Calliptaminae
- Carabinae
- Catantopinae
- Chalcophorinae
- Choraginae
- Chrysobothrinae
- Chrysochroinae
- Copiocerinae
- Coptacrinae
- Cyrtacanthacridinae
- Egnatiinae
- Elaphrinae
- Eremogryllinae
- Eucradinae
- Euryphyminae
- Eyprepocnemidinae
- Galbellinae
- Gomphocerinae
- Habrocneminae
- Harpalinae
- Hemiacridinae
- Julodinae
- Lepturinae
- Lepturini
- Leptysminae
- Marellia remipes
- Melanoplinae
- Nebriinae
- Oedipodinae
- Ommatolampinae
- Oxyinae
- Pauliniinae
- Paussinae
- Platyninae
- Polycestinae
- Proctolabinae
- Psydrinae
- Pterostichinae
- Ptininae
- Rhytidochrotinae
- Spathosterninae
- Teratodinae
- Tropidopolinae
- Urodontinae
- LES SOUS-ORDRES DES INSECTES 1
- LES SUPER-ORDRES DES INSECTES 0
- LA CLASSIFICATION DES INSECTES 4
-
NOMENCLATURE DES INSECTES
382
- Aaata
- Abacetus
- Abax
- Abax parallelepipedus
- Abia candens
- Abia sericea
- Abraxas grossulariata
- Abrostola tripartita
- Acalitus phloecoptes (Acarien des bourgeons du prunier)
- Acanthaclisis baetica (Fourmilions)
- Acanthaclisis occitanica
- Acanthocinus aedilis (Acanthocine charpentier)
- Acanthocinus griseus
- Acantholyda erythrocephala
- Acanthoscelides obtectus (Bruche du haricot)
- Acanthosoma haemorrhoidale
- Acaromimus
- Acaromimus americanus
- Acherontia atropos (Sphinx tête de mort)
- Acheta domesticus (Grillon domestique)
- Acilius sulcatus
- Acleris
- Aclypea opaca - Blitophaga opaca- Silpha opaca (Silphe de la betterave)
- Acrida
- Acrida ungarica
- Acrocera orbicula
- Acrolepiopsis assectella (La teigne du poireau)
- Acronicta leporina
- Acrotylus insubricus
- Aculops lycopersici - Vasates lycopersici - Vasates destructor (agent de l'acariose bronzé de la tomate)
- Aculus schlechtendali - Arachnida - Acari - Eriophyidae (Phytopte libre du pommier)
- Acyrthosiphon pisum - Macrosiphum - Acyrthosiphon onobrychis (Puceron vert ou rose du pois)
- Aderus
- Adoxophyes orana - Capua réticulana (Tordeuse capua de la pelure)
- Aedes albopictus - Stegomyia albopicta - Moustique-tigre
- Aglaope infausta (Zygène de l'amandier)
- Agonum
- Agrilus
- Agriotes lineatus (Taupin)
- Agromyza (Mouches mineuses)
- Agrotis ipsilon - Agrotis ypsilon - Lycophotia ipsilon - Scotia ipsilon (Noctuelle ipsilon)
- Agrotis segetum - Scotia segetum - Feltia segetum (Noctuelle des moissons)
- Aleochara bilineata
- Aleurobus olivinus Silvestri (Aleurode noir de l'olivier)
- Aleurothrixus floccosus (Aleurode floconneux des citrus)
- Althaesia
- Amara
- Amara aenea
- Amara aulica
- Amara familiaris
- Anarsia lineatella (Petite mineuse du pêcher
- Anobium
- Anobium punctatum - Vrillette domestique
- Anobocaelus
- Antheraea pernyi - Ver à soie Tussah
- Antheraea yamamai - Saturnie du chêne du Japon
- Anthia mannerheimi
- Anthia wayheimi
- Anthonomus grandis (Charançon du cotonnier)
- Anthonomus pomorum (Anthonome du pommier)
- Anthonomus pyri (Anthonome du pommier)
- Anthonomus rubi (Anthonome du fraisier et du framboisier)
- Aonidiella aurantii - Aspidiotus aurantii (Pou de Californie)
- Aphaerata pallipes
- Aphanostigma piri (Phylloxéra du poirier)
- Aphelanchoïde ritzemabosi (L'anguillule ou nématode du chrysanthème)
- Aphelanchoïdes
- Aphelenchoides fragariae - Aphelanchoides olesistus - Aphelanchus fragariae - Aphelanchus olesistus (Anguillule du fraisier et des fougères)
- Aphis craccivora - Aphis laburni - Aphis medicaginis (Puceron noir de la luzerne)
- Aphis fabae Scopoli - Doralis fabae (puceron noir de la fève)
- Aphis forbesi Weed - Cerosipha forbesi (Puceron vert du fraisier, Puceron des racines du fraisier)
- Aphis gossypii Glover - Cerosipha gossypii (Puceron du cotonnier, Puceron du melon)
- Aphis grossulariae Kaltenbach - Aphidula grossulariae (Puceron vert du groseillier épineux)
- Aphis nasturtii Kaltenbach - Aphidula rhamni (Puceron du nerprun)
- Aphis pomi - Aphis mali - Aphidula pomi - Doralis pomi (Puceron vert non migrant du pommier)
- Aphis schneideri (Groseille à maquereau - puceron du saule)
- Aphis spiraecola Pagenstecher - Aphis citricola (Puceron vert des citrus, Puceron des spirées)
- Apion
- Apion carduorum - Ceratapion carduorum (Apion de l'artichaut)
- Apion pisi (Apion des bourgeons du pois, Apion du pois)
- Apion trifolii - Apion aestivum Germar (Petit Apion du trèfle)
- Aptinoderus
- Aptinoderus cyaneus
- Aptinoderus cyanipennis
- Aptinoderus funebris
- Aptinoderus umvotianus
- Aptinus
- Aptinus acutangulus
- Aptinus bombarda - Scarabée bombarde noir
- Aptinus cordicollis
- Aptinus creticus
- Aptinus hovorkai
- Aptinus lugubris
- Aptinus merditanus
- Araecerus
- Araecerus constans
- Araecerus cumingi
- Araecerus fasciculatus - coffea
- Araecerus levipennis
- Araecerus varians
- Araecerus vieillardi
- Archips podana – Cacoecia podana (Tordeuse des fruits)
- Archips rosana - Cacoecia rosana - Choristoneura rosanaceana (Tordeuse des buissons)
- Argyrotaenia ljungiana -Argyrotaenia pulchellana - Eulia pulchellana (Petite tordeuse de la grappe)
- Ariotus
- Ariotus luteolus
- Ariotus quercicola
- Ariotus subtropicus
- Aspidiotus nerii Bouché (Cochenille du laurier-rose)
- Athalia rosae - Athalia colibri (Tenthrède de la rave)
- Atomaria linearis (Atomaire de la betterave)
- Aulacorthum solani -Dysaulacorthum vincae (Puceron strié de la digitale et de la pomme de terre, Puceron à taches vertes de la pomme de terre)
- Autographa gamma - Phytometra gamma - Plusia gamma (Noctuelle gamma)
- Bemisia tabaci (Aleurode du tabac)
- Blaberus
- Blaberus craniifer
- Blaberus discoidalis
- Blaberus giganteus
- Blaniulus guttulatus (Blaniule mouchetée)
- Brachinulus
- Brachinus
- Brachinus adustipennis
- Brachinus albarracinus
- Brachinus alexandri
- Brachinus alexiguus
- Brachinus alexiguus
- Brachinus alternans
- Brachinus americanus
- Brachinus andalusiacus
- Brachinus angustatus
- Brachinus baeticus
- Brachinus bellicosus
- Brachinus berytensis
- Brachinus cibolensis
- Brachinus costipennis
- Brachinus crepitans
- Brachinus cyanipennis
- Brachinus cyanochroaticus
- Brachinus efflans
- Brachinus ejaculans
- Brachinus elegans
- Brachinus elongatulus
- Brachinus favicollis
- Brachinus fulminatus
- Brachinus fumans
- Brachinus geniculatus
- Brachinus hirsutus
- Brachinus imporcitis
- Brachinus italicus
- Brachinus janthinipennis
- Brachinus lareralis
- Brachinus medius
- Brachinus mexicanus
- Brachinus nigricornis
- Brachinus olgae
- Brachinus pateri
- Brachinus patruelis
- Brachinus pecoudi
- Brachinus pectoralis
- Brachinus phaeocerus
- Brachinus plagiatus
- Brachinus psophia
- Brachinus quadripennis
- Brachinus rugipennis
- Brachinus testaceus
- Brachinus texanus
- Brachinus turkestanicus
- Brachinus vulcanoides
- Brachycaudus cardui - Brachycaudus lateralis - Anuraphis cardui (Puceron de l'artichaut)
- Brachycaudus helichrysi - Anuraphis helichrysi (Puceron vert du prunier)
- Brachycaudus persicae - Brachycaudus persicaecola (Puceron noir du pêcher)
- Brachycaudus prunicola - Appelia prunicola (Puceron brun du pêcher, Puceron brun du prunier)
- Brachycorynella asparagi - Brachycolus asparagi (Puceron de l'asperge)
- Brachynillus
- Brevicoryne brassicae (Puceron cendré du chou)
- Bruchus pisorum (Bruche du pois)
- Bruchus rufimanus (Bruche de la fève)
- Bruchus signaticornis - Bruchus pallidicornis (Bruche des lentilles)
- Byrrhus pilula
- Byturus urbanus - Byturus tomentosus (Ver des framboises)
- Cacopsylla pyri - Psylla pyri (Psylle commun du poirier)
- Calepitrimerus vitis - Phyllocoptes vitis - Epitrimerus vitis (Phytopte de l'acariose de la vigne)
- Calleida punctata
- Calliptamus italicus
- Calomera littoralis
- Calosoma
- Calosoma sycophanta
- Cameraria ohridella - Mineuse du marronnier
- Cantharis
- Cantharis cryptica
- Cantharis fusca
- Capitophorus horni (Puceron vert de l'artichaut)
- Capnodis tenebrionis (Capnode)
- Carabus auratus - Carabe doré
- Cecidophyopsis ribis (Westwood) - Cecidophyes ribis, Eriophyes ribis, Phytoptus ribis (Phytopte du cassissier)
- Cecidophyopsis ribis - Cecidophyes ribis, Eriophyes ribis, Phytoptus ribis (Phytopte du cassissier)
- Ceratitis capitata (Wiedemann) – (Cératite, Mouche méditerranéenne des fruits)
- Ceroplastes rusci (Charançon des siliques de colza)
- Ceuthorhynchus assimilis – (Charançon des siliques de colza)
- Choragus
- Choragus exophthalmus
- Choragus harrisi
- Choragus major
- Choragus sayi
- Choragus striolatus
- Choragus zimmermanni
- Cicindela campestris
- Cicindela chinensis
- Cicindela hybrida
- Cicindela sexguttata - cincindele a six points
- Coccoidea
- Coenosia tigrina
- Colilodion schulzi
- Coraebus
- Crepidogaster
- Crepidogastrillus
- Crepidogastrinus
- Crepidolomus
- Crepidonellus
- Cryptomyzus ribis -Myzus ribis - Capitophorus ribis - Rhopalosiphum ribis (Puceron jaune du groseillier)
- Cteniopus
- Cteniopus sulphureus
- Cychrus
- Cychrus caraboides
- Cydalima perspectalis (Pyrale du buis)
- Cylindera minuta
- Dacnusa gracilis
- Delia antiqua - Phorbia antiqu
- Diphyus
- Ditylenchus dipsaci (Nématode des tiges et des bulbes)
- Epitrix cucumeris
- Ernobius
- Euderopus
- Euxenus
- Euxenus ater
- Euxenus punctatus
- Gomphocerus sibricus
- Gonicoélus
- Habroloma
- Harpalinae
- Harpalus
- Harpalus affinis
- Heliotaurus
- Heterodera avenae (Nématode des céréales)
- Heterodera carotae
- Heterodera ciceri
- Heterodera cruciferae
- Heterodera fici (Nématode à kyste)
- Heterodera glycines
- Heterodera goettingiana
- Heterodera medicaginis
- Heterodera oryzae
- heterodera rostochiensis
- Heterodera sacchari
- Heterodera schachtii
- Heterodera tabacum
- Heterodera trifolii
- Heterodia rostochiensis
- Hiperantha testacea
- Holometabola
- Homotrysis
- Ichneumon
- Ichneumon extenseur
- Ichneumon wasps (guêpes d’ichneumon)
- Ichneumon xanthorius
- Ichneumonoidea
- Julodis
- Lasioderma
- Lebia
- Lebia cruxminor
- Leptinotarsa decemlineata – Doryphore
- Leptoglossus occidentalis (Punaise du pin)
- Lomaspilis marginata (La marginée ou bordure entrecoupée)
- Loricera
- Loxotropa
- Lymantrichneumon disparis
- Marellia remipes
- Mastax
- Mastax albonotata
- Mastax alternans
- Mastax annulata
- Mastax brittoni
- Mastax burgeoni
- Mastax Carissima
- Mastax confusa
- Mastax congoensis
- Mastax elegantula
- Mastax en Floride
- Mastax euanthes
- Mastax extrema
- Mastax Formosana
- Mastax forteculpta
- Mastax fulvonotata
- Mastax gestroi
- Mastax Hargreavesi
- Mastax histrio
- Mastax Humilis
- Mastax Kivuensis
- Mastax Klapperichi
- Mastax Kulti
- Mastax laeviceps
- Mastax latefasciata
- Mastax liebkei
- Mastax louwerensi
- Mastax Moesta
- Mastax nana
- Mastax nepalensis
- Mastax okavango
- Mastax ornata
- Mastax ornatella
- Mastax pakistana
- Mastax parreyssi
- Mastax philippina
- Mastax poecila
- Mastax pulchella
- Mastax pygmaea
- Mastax Raffrayi
- Mastax Rawalpindi
- Mastax royi
- Mastax rugiceps
- Mastax saganicola
- Mastax senegalensis
- Mastax striaticeps
- Mastax subornatella
- Mastax sudanica
- Mastax tessmanni
- Mastax Thermarum
- Mastax tratorius
- Mastax vegeta
- Mecyclothorax
- Megacephala carolina
- Melanaphis pyrarius - Geoktapia pyrarius - Aphis pyrastri Boisduval - Melanaphis pyraria (Puceron brun du poirier)
- Meloidogyne (Nématode à galles des racines)
- Meloidogyne hapla
- Meloidogyne incognita
- Mengea tertiaria
- Nasonovia ribisnigri - Aphis lactucae (Puceron de la laitue)
- Nebria
- Nebriinae
- Notiophilus
- Notiophilus biguttatus
- Notiophilus palustris
- Notiophilus rufipes
- Odacantha
- Odacantha melanura
- Otiorhynchus cribricollis Gyllenhall - Arammichnus cribricollis - Otiorhynchus terrestris Marseul (Otiorhynque de l'olivier)
- Oxymirus cursor
- Perapion
- Pheropsophus
- Pheropsophus aequinoctialis
- Pheropsophus africanus
- Pheropsophus jessoensis
- Philophylla heraclei (Acidia heraclei) (Mouche du céleri)
- Phytomyza gymnostoma
- Plecoptera
- Pratylenchus
- Pseudaulacaspis pentagona Targioni -Aulacaspis pentagona - Diaspis pentagona (Cochenille du mûrier)
- Psila rosae
- Ptinomorphus
- Ptinus
- Quadraspidiotus perniciosus - Aspidiotus perniciosus - Diaspidiotus perniciosus (Pou de San-José)
- Rhagium inquisitor
- Rhopalapion longirostre - Apion des roses trémières
- Rosalia alpina (Rosalie des Alpes)
- Samia cynthia - Bombyx de l'ailante
- Scatophaga stercoraria
- Sitobion avenae - Aphis avenae - Macrosiphum - Siphonophora cerealis (Puceron des épis de céréales)
- Stegobium paniceum - Vrillette du pain, Vrillette boulangère, Stégobie des pharmacies
- Stenocorus meridianus
- Sternocera
- Strepsiptera
- Stylopidae
- Styphlodrome
- Styphlomerus
- Symphyta (Mouche à scie)
- Synanthedon tipuliformis - Aegeria tipuliformis - Conopia tipuliformis (Sésie du groseillier)
- Tetranychus mcdanieli (Tétranyque de McDaniel)
- Therates – les taux
- Triozocera mexicana
- Urodontus
- Urodontus rotundicollis
- Vespa velutina (Frelon asiatique)
- INTRODUCTION 1
- LES SOUS-ESPECES DES INSECTES 1
- LES TRIBUS DES INSECTES 3
- LES SOUS-CLASSES 2
- LES CLASSES 1
- LES ORDRES DES INSECTES 0
- LES INSECTES
LES ANIMAUX NUISIBLES AUX PLANTES ORNEMENTALES
- GÉNÉRALITÉS SUR LES NÉMATODES 1
-
LES NEMATODES
36
- Anguina tritici
- Aphelanchoides fragariae
- Aphelenchoïdes ritzema-bosi
- Criconema mutabile – Nematoda
- Ditylenchus destructor
- Ditylenchus dipsaci – le némat
- Ditylenchus myceliophagus
- Dorylaimida
- Globodera
- Globodera pallida
- Heterodera arenaria
- Heterodera avenae
- Heterodera cacti
- Heterodera carotae
- Heterodera cruciferae
- Heterodera fici – Les nématode
- Heterodera goettingiana
- Heterodera sacchari
- Longidorus
- Meloïdogyne hapla – Les némato
- Meloïdogyne incognita
- Meloïdogyne javanica
- Paratylenchus hamatus - némato
- Paratylenchus – Les nématodes
- Pratylenchus convallariae
- Pratylenchus penetrans – Les n
- Pratylenchus pratensis
- Pratylenchus scribneri
- Pratylenchus vulnus -
- Radopholus similis
- Rotylenchulus reniformis
- Trichodorus
- Tylenchida
- Tylenchulus semipenetrans
- Xiphinema
- Xiphinema index
-
NOMENCLATURE DES MALADIES CRYPTOGAMIQUE
265
- Acremonium strictum
- Aecidium cantensis
- Aecidium foeniculi
- Alternaria
- Alternaria alternata
- Alternaria brassicae
- Alternaria brassicicola
- Alternaria carthami
- Alternaria chrysanthemi
- Alternaria cichorii
- Alternaria citri
- Alternaria dauci
- Alternaria helianthi
- Alternaria macrospora
- Alternaria mali
- Alternaria passiflorae
- Alternaria porri
- Alternaria radicina
- Alternaria ricini
- Alternaria solani
- Alternaria tomato
- Alternaria tomatophila
- Alternaria triticina
- Alternariose
- Alternariose (2)
- Anthracnose
- Apiospora montagnei
- Ascochyta graminea
- Ascochyta hordei
- Ascochyta sorghi
- Ascochyta tritici
- Asparagine Ascochyta
- Asperges Cercospora
- Aspergillus flavus
- Aspergillus glaucus
- Aspergillus niger
- Athelia arachnoidea
- Athelia rolfsii
- Blumeria graminis
- Botryotinia fuckeliana
- Botrytis
- Botrytis cinerea (Pourriture g
- Cephalosporium gramineum
- Ceratobasidium cereale
- Ceratobasidium cornigerum
- Cercospora carotae
- Cercospora longissima (Cercosp
- Cercospora solani
- Chancre
- Choanephora cucurbitarum
- Cladosporiose
- Claviceps purpurea
- Clonostachys rosea f. rosea
- Cochliobolus lunatus
- Cochliobolus sativus
- Cochliobolus tuberculatus
- Colletotrichum
- Colletotrichum acutatum
- Colletotrichum circinans
- Colletotrichum coccodes (Pourr
- Colletotrichum dematiumf. spin
- Colletotrichum gloeosporioides
- Colletotrichum graminicola
- Colletotrichum kahawae
- Colletotrichum musae
- Colletotrichum trifolii
- Cunninghamella
- Cunninghamella binarieae
- Curvularia inaequalis
- Curvularia pallescens
- Curvularia senegalensis
- Cylindrocarpon radicicola
- Diaporthe arctii
- Drechslera teres f. maculata
- Drechslera wirreganensis
- Elsinoe ampelina
- Elsinoë australis
- Elsinoë batatas
- Elsinoë veneta
- Entomosporiose
- Erysiphe betae
- Erysiphe cichoracearum
- Erysiphe heraclei
- Esca
- Eutypa lata
- Eutypa leptoplaca
- Eutypiose
- Fusariose
- Fusarium
- Fusarium culmorum
- Fusarium oxysporum
- Fusarium proliferatum
- Fusarium redolens
- Fusarium solani
- Fusarium verticillioides
- Gaeumannomyces graminis var. t
- Geotrichum candidum
- Gibberella acuminata
- Gibberella avenacea
- Gibberella fujikuroi
- Gibberella pulicaris
- Gibberella zeae
- Globisporangium sylvaticum
- Gloeosporium orbiculare - Ant
- Glomerella acutata
- Glomerella cingulata
- Glomerella graminicola
- Glomerella lagenarium
- Glomerella tucumanensis
- Hansfordia pulvinata
- Helicobasidium purpureum
- Helminthosporium solani
- Hyaloperonospora parasitica
- Hymenoscyphus fraxineus
- Kabatiella caulivora
- Khuskia oryzae
- Laetisaria fuciformis
- Lasiodiplodia theobromae
- Leptosphaeria libanotis
- Macrophomina phaseolina
- Marasmiellus
- Marssonina
- Microdochium panattonianum
- Monographella nivalis var. niv
- Mycocentrospora acerina
- Mycovellosiella concors
- Myrothecium roridum (Taches su
- Nectria cinnabarina
- Neofabraea alba - Gloeosporios
- Olpidium brassicae
- Passalora fulva
- Penicillium aurantiogriseum
- Penicillium expansum
- Peronosclerospora philippinens
- Peronosclerospora sacchari
- Peronosclerospora sorghi
- Phaeosphaeria avenaria f.sp. t
- Phaeosphaeria nodorum
- Phoma exigua var. exigua
- Phoma exigua var. foveata
- Phomopsis asparagi
- Phomopsis asparagicola
- Phomopsis javanica
- Phymatotrichopsis omnivora
- Physoderma maydis
- Phytophthora
- Phytophthora cactorum
- Phytophthora cryptogea
- Phytophthora drechsleri
- Phytophthora erythroseptica
- Phytophthora infestans
- Phytophthora megasperma
- Phytophthora nicotianae
- Plasmopara nivea
- Plasmopara viticola
- Pleospora herbarum
- Pleosporaceae
- Polyscytalum pustulans
- Pseudocochliobolus eragrostidi
- Pseudoseptoria donacis
- Puccinia asparagi
- Puccinia coronata
- Puccinia graminis
- Puccinia hordei
- Puccinia pittieriana
- Puccinia striiformis f. sp. Ho
- Pyrenophora graminea
- Pyrenophora teres
- Pyrenophora tritici-repentis
- Pythium
- Pythium aphanidermatum
- Pythium arhénomanes
- Pythium debaryanum
- Pythium deliense
- Pythium graminicola
- Pythium irregulare
- Pythium iwayamae
- Pythium paddicum
- Pythium paroecandrum
- Pythium sulcatum
- Pythium tardicrescens
- Pythium ultimum var. ultimum
- Pythium violae
- Ramularia
- Rhizoctonia
- Rhizoctonia solani
- Rhizopus arrhizus
- Rhizopus stolonifer
- Rhynchosporium secalis
- Rhytisma acerinum
- Rosellinia
- Rouilles autoïques et hétéroïq
- Sclerophthora macrospora
- Sclerophthora raysiae
- Sclerospora graminicola
- Sclerotinia borealis
- Sclerotinia minor
- Sclerotinia sclerotiorum
- Septoria lactucae (Septoriose)
- Septoria malagutii
- Septoria passerinii
- Siphomycete
- Sordaria macrospora
- Sphaceloma arachidis
- Sphaceloma perseae
- Sphacelothera rerliana
- Spongospora subterranea
- Stagonospora avenae f.sp. trit
- Stegophora ulmea
- Stemphyllium botryosum f. lact
- Stigmina carpophila - Criblure
- Synchytrium endobioticum
- Tapesia yallundae
- Taphrina acericola
- Taphrina acerina
- Taphrina aceris
- Taphrina aesculi
- Taphrina alni - Cloque des cha
- Taphrina amelanchieris
- Taphrina americana
- Taphrina amplians
- Taphrina andina
- Taphrina athyrii
- Taphrina blechni
- Taphrina bullata
- Taphrina caerulescens - Cloque
- Taphrina carpini
- Taphrina crataegi
- Taphrina deformans - Cloque du
- Taphrina epiphylla
- Taphrina osmundae
- Taphrina populina
- Taphrina potentillae
- Taphrina pruni
- Taphrina pseudoplatani
- Taphrina sadebeckii - Petite c
- Taphrina Sorbi
- Taphrina tosquinetii - Grande
- Taphrina ulmi
- Taphrina vestergrenii
- Thecaphora solani
- Thielaviopsis basicola
- Tilletia controversa
- Trichothecium roseum
- Typhula
- Typhula idahoensis
- Typhula incarnata
- Typhula ishikariensis
- Typhula variabilis
- Ulocladium atrum
- Ulocladium chartarum
- Uromyces graminis
- Uromyces lineolatus subsp. Nea
- Ustilago avenae
- Ustilago hordei
- Ustilago maydis
- Ustilago nigra
- Ustilago nuda
- Ustilago tritici
- Vasates quadripedes
- Verticilliose
- Verticillium albo-atrum
- Verticillium dahliae
- Vesicarium Stemphylium
- Zopfia rhizophila
- INTRODUCTION SUR LES MALADIES CRYPTOGAMIQUE 2
-
NOMENCLATURE DES ARBRES
460
- Abarema
- Abarema abbotii
- Abarema abeywickramae
- Abarema acreana
- Abarema adenophora
- Abarema adenophorum
- Abarema agropecuaria
- Abarema alexandri
- Abarema angulata
- Abarema arborescens
- Abarema aspleniifolia
- Abarema auriculata
- Abarema barbouriana
- Abarema bauchei
- Abarema bigemina
- Abarema borneensis
- Abarema brachystachya
- Abarema callejasii
- Abarema campestris
- Abarema celebica
- Abarema centiflora
- Abarema claviflora
- Abarema clypearia
- Abarema cochleata Nouveau
- Abarema cochliocarpos
- Abarema commutata
- Abarema contorta
- Abarema cordifolia
- Abarema crateradena
- Abarema cuneadena
- Abarema curvicarpa
- Abarema cyclosperma
- Abarema dalatensis
- Abarema dodonaeifolia
- Abarema dolichadena
- Abarema elliptica
- Abarema ferruginea
- Abarema filamentosa
- Abarema floribunda
- Abarema fournieri
- Abarema gallorum
- Abarema ganymedea
- Abarema glauca
- Abarema globosa
- Abarema glomeriflora
- Abarema gracillima
- Abarema grandiflora
- Abarema harmsii
- Abarema hendersonii
- Abarema idiopoda
- Abarema josephi
- Abarema jupunba
- Abarema kalkmanii
- Abarema Kerrii
- Abarema Kiahii
- Abarema killipii
- Abarema kinabaluensis
- Abarema kuenstleri
- Abarema laeta
- Abarema langsdorffii
- Abarema laxiflora
- Abarema lehmannii
- Abarema leucophylla
- Abarema levelii
- Abarema limae
- Abarema longipedunculata
- Abarema lovellae
- Abarema lucida
- Abarema macradenia
- Abarema maestrensis
- Abarema malinoensis
- Abarema mataybifolia
- Abarema microcalyx
- Abarema microcarpa
- Abarema mindanaensis
- Abarema monadelpha
- Abarema moniliformis
- Abarema motleyana
- Abarema muellerana
- Abarema multiflora
- Abarema multifoliolata
- Abarema muricarpa
- Abarema nediana
- Abarema nipensis
- Abarema novo-guineensis
- Abarema obovalis
- Abarema obovata
- Abarema occultata
- Abarema opposita
- Abarema oppositifolia
- Abarema oxyphyllidia
- Abarema pahangensis
- Abarema pauciflora
- Abarema pellita
- Abarema piresii
- Abarema poilanei
- Abarema quocensis
- Abarema racemiflora
- Abarema racemosa
- Abarema ricoae
- Abarema robinsonii
- Abarema sapindoides
- Abarema scutifera
- Abarema sessiliflora
- Abarema subcoriacea
- Abarema sumbawaensis
- Abarema syringifolia
- Abarema teijsmannii
- Abarema tetraphylla
- Abarema tjendana
- Abarema trapezifolia
- Abarema trichophylla
- Abarema triplinervia
- Abarema turbinata
- Abarema utile
- Abarema utilis
- Abarema villifera
- Abarema villosa
- Abarema waitzii
- Abarema yunnanensis
- Abarema zollerana
- Abies alba (Sapin blanc, sapin pectiné, sapin commun)
- Abies alba « Columnaris »
- Abies alba « Compacta »
- Abies alba « Fastigiata »
- Abies alba « Globosa »
- Abies alba « King’s Dwarf »
- Abies alba « Microphylla »
- Abies alba « Munsterland »
- Abies alba « Pectinata »
- Abies alba « Pendula »
- Abies alba « Pyramidalis »
- Abies alba « Schwarzwald »
- Abies alba « Virgata »
- Abies amabilis
- Abies amabilis « Spreading Star »
- Abies balsamea (Sapin baumier)
- Abies balsamea « Hudsonia »
- Abies balsamea « Nana Compacta »
- Abies balsamea « Nana »
- Abies balsamea « Nudicaulis »
- Abies balsamea « Piccolo »
- Abies balsamea « Verkades Prostrate »
- Abies bommuelleriana
- Abies borisii-regis (Sapin de Bulgarie)
- Abies bracteata (Sapin de Santa Lucia, Sapin bractifère)
- Abies cephalonica (Sapin de Céphalonie)
- Abies cephalonica var. apollinis
- Abies cephalonica Var. graeca
- Abies cephalonica var. reginae-amaliae
- Abies cephalonica var. robusta
- Abies cephalonica « Meyer’s Dwarf »
- Abies chayuensis
- Abies chensiensis
- Abies chensiensis subsp. salouensis
- Abies chensiensis subsp. yulongxueshanensis
- Abies chensiensis var. ernestii
- Abies cilicica
- Abies concolor (Sapin du Colorado)
- Abies concolor Var. lowiana « Creamy »
- Abies concolor « Archer’s Dwarf »
- Abies concolor « Argentea »
- Abies concolor « Aurea »
- Abies concolor « Biella »
- Abies concolor « Blue Spreader »
- Abies concolor « Compacta »
- Abies concolor « Fagerhult »
- Abies concolor « Fastigiata »
- Abies concolor « Gable’s Weeping »
- Abies concolor « Hexe »
- Abies concolor « Hortmann’s Igel »
- Abies concolor « Husky Pup »
- Abies concolor « Pendula »
- Abies concolor « Piggelmee »
- Abies concolor « Swif’s Silver »
- Abies concolor « Violacea Prostrata »
- Abies concolor « Violacea »
- Abies concolor « Wattezii »
- Abies concolor « Wintergold »
- Abies delavayi
- Abies delavayi var. georgei
- Abies delavayi « Green Giant »
- Abies delavayi « Major Neishe »
- Abies delavayi « Nana Headfort »
- Abies densa
- Abies engelmanni
- Abies equi-trojani-(cheval de troie)
- Abies fabri
- Abies fargesii
- Abies firma
- Abies firma « Bedgebury »
- Abies forrestii
- Abies fraseri
- Abies fraseri « Rauls Dwarf »
- Abies georgei
- Abies glehnii
- Abies gracilis
- Abies grandis (Sapin de Vancouver, Sapin géant)
- Abies holophyla
- Abies homolepis (Sapin de Nikko)
- Abies homolepis « Tomoni »
- Abies homolepsis « Prostrata »
- Abies insignis
- Abies kawakamii
- Abies koranea « Flava »
- Abies koreana « Blauer Pfiff »
- Abies Koreana « Blue and Silver »
- Abies koreana « Blue Standard »
- Abies koreana « Brevifolia »
- Abies koreana « Cis »
- Abies koreana « Compact Dwarf »
- Abies koreana « Crystal Globe »
- Abies koreana « Delikado »
- Abies koreana « Doni – Tajuso »
- Abies koreana « Festival »
- Abies koreana « Fliegende Untertasse »
- Abies koreana « Gait »
- Abies koreana « Golden Dream »
- Abies koreana « Green Carpet » Nouveau
- Abies koreana « Horstmann »
- Abies koreana « Kohout »
- Abies koreana « Lippetal »
- Abies koreana « Luminetta »
- Abies koreana « Molli »
- Abies koreana « Müller Wittbolt »
- Abies koreana « Nisbet »
- Abies koreana « Oberon »
- Abies koreana « Orange Glow »
- Abies koreana « Piccolo »
- Abies koreana « Pinochio »
- Abies koreana « Prostrate Form Nouveau
- Abies koreana « Silberkugel »
- Abies koreana « Silberlocke »
- Abies koreana « Silberperl »
- Abies koreana « Silberzwerg »
- Abies koreana « Silver Show »
- Abies koreana « Silverstar »
- Abies koreana « Starker’s Dwarf »
- Abies koreana « Stolwijk »
- Abies koreana « Taiga »
- Abies koreana « Threave »
- Abies koreana « Tundra »
- Abies koreana « Twergform Wüstemeyer
- Abies koreana – Sapin de Corée
- Abies lasiocarpa
- Abies lasiocarpa var. Arizonica
- Abies lasiocarpa var. Arozinata « Nana » Nouveau
- Abies lasiocarpa Var. Compacta Nouveau
- Abies lasiocarpa var. « Argentea »
- Abies lasiocarpa « Duflon »
- Abies lasiocarpa « Green Globe »
- Abies lasiocarpa « Kenwith Blue »
- Abies lasiocarpa « Logan Pass »
- Abies lasiocarpa « Mulligans Dwarf »
- Abies lasiocarpa « Witch’s Broom »
- Abies lowiana
- Abies magnifica
- Abies magnifica var. Xanthocarpa
- Abies mariesii
- Abies marocana
- Abies nebrodensis
- Abies nephrolepis
- Abies nimidica « Pendula »
- Abies nordmanniana subsp. equi-trojani
- Abies nordmanniana « Ambrolauri »
- Abies nordmanniana « Barabitz Compact »
- Abies nordmanniana « Barabit’s Compacta »
- Abies nordmanniana « Barabit’s Gold »
- Abies nordmanniana « Barabit’s Spreader »
- Abies nordmanniana « Jaobsen »
- Abies nordmanniana « Pendula »
- Abies nordmanniana « Robusta »
- Abies nordmanniana – Sapin de normann
- Abies nordmianna « Golden Spreader »
- Abies nordmianniana « Aurea » Nouveau
- Abies numidica
- Abies numidica « Delicado »
- Abies numidica « Glauca »
- Abies pardei
- Abies pindrow
- Abies pinsapo
- Abies pinsapo var. Marocana
- Abies pinsapo « Aurea »
- Abies pinsapo « Fastigiata »
- Abies pinsapo « Glauca »
- Abies pinsapo « Hamondii »
- Abies pinsapo « Horstmann »
- Abies pinsapo « Horstmanns Nana »
- Abies pinsapo « Kelleriis Nouveau
- Abies pinsapo « Pendula »
- Abies pinsapo « Pygmaea » - Epicea de Norvège « Pygmaea »
- Abies pinsapo « Pyramidalis »
- Abies procera
- Abies procera « Blaue Hexe »
- Abies procera « Glauca Procumbens »
- Abies procera « Glauca Prostata »
- Abies procera « Glauca »
- Abies procera « Jeddeloh »
- Abies procera « Kelleris » Nouveau
- Abies procera « Noble’s Dwarf »
- Abies procera « Sherwoodii »
- Abies recurvata
- Abies recurvata var. ernestii
- Abies religiosa
- Abies sachalinensis
- Abies sibirica – Sapin de Sibérie
- Abies spectabilis
- Abies squamata
- Abies umbilicata
- Abies veitchii « Hedergott »
- Abies veitchii « Pendula »
- Abies veitchii – Sapin de veitch
- Abies wilmoriniana
- Abies x arnoldiana
- Abies x borisii-regis
- Abies x bornmuelleriana
- Abies x phanerolepis
- Abies x pinsapo cephalonica « Rosemoor Far’m »
- Abies x shastensis
- Abies x vasconcellosiana
- Acacia Nouveau
- Acacia albida - Fruitiers du C Nouveau
- Acanthinophyllum strepitans
- Acer - Erable
- Acer amplum
- Acer buergerianum - Érable trident
- Acer caesium
- Acer campestre - Érable champêtre
- Acer capillipes - Érable jaspé de rouge
- Acer cappadocicum - Érable de Cappadoce
- Acer carpinifolium - Érable à feuilles de charme
- Acer chaneyi
- Acer circinatum
- Acer cissifolium - Érable à feuille de vigne
- Acer davidii - Érable du Père David
- Acer douglasense
- Acer duplicatoserratum
- Acer glabrum - Érable nain
- Acer grandidentatum
- Acer griseum - Érable à écorce de papier
- Acer heldreichii
- Acer japonicum - Érable du Japon
- Acer macrophyllum - Érable à grandes feuilles
- Acer Miyabei - Érable de Miyabe
- Acer monspessulanum - Érable de Montpellier
- Acer negundo - Érable negundo
- Acer nigrum - Érable noir
- Acer opalus - Érable à feuilles d'obier
- Acer palmatum - Érable palmé
- Acer pensylvanicum - Érable de Pennsylvanie
- Acer pentaphyllum - Érable à cinq folioles
- Acer platanoides - Érable plane
- Acer pseudoplatanus - Érable sycomore
- Acer pseudosieboldianum
- Acer pycnanthum
- Acer rubrum - Érable rouge
- Acer rufinerve - Érable à feuilles de vigne, Érable rufinerve, Érable oriental à bourgeons gris, Érable à peau de serpent
- Acer saccharinum - Érable argenté
- Acer saccharum - Érable à sucre
- Acer sempervirens - Érable de Crète
- Acer shirasawanum
- Acer spicatum – Érable à épis
- Acer tataricum
- Acer tataricum ginnala
- Acer triflorum
- Acer tutcheri
- Adenolisianthus
- Aesculus assamica
- Aesculus californica - Pavier de Californie
- Aesculus californica « Blue Ha
- Aesculus chinensis
- Aesculus dallimorei
- Aesculus flava
- Aesculus flava « Vestita »
- Aesculus glabra
- Aesculus glabra var. Arguta
- Aesculus glabra var. Leucoderm
- Aesculus glabra « October Red »
- Aesculus glaucescens
- Aesculus hemiacantha
- Aesculus hippocastanum - Marronnier commun - marronnier d'Inde - marronnier blanc
- Aesculus hippocastanum « Aureo
- Aesculus hippocastanum « Bauma
- Aesculus hippocastanum « Crisp
- Aesculus hippocastanum « Darkf
- Aesculus hippocastanum « Digit
- Aesculus hippocastanum « Hampt
- Aesculus hippocastanum « Honit
- Aesculus hippocastanum « Incis
- Aesculus hippocastanum « Lacin
- Aesculus hippocastanum « Memmi
- Aesculus hippocastanum « Monst
- Aesculus hippocastanum « Paras
- Aesculus hippocastanum « Pumil
- Aesculus hippocastanum « Pyram
- Aesculus hippocastanum « Umbra
- Aesculus hippocastanum « Varie
- Aesculus hippocastanum « Wisse
- Aesculus indica
- Aesculus indica « Sydney Pearc
- Aesculus japonica
- Aesculus x arnoldiana
- Aesculus x bushii
- Aesculus x carnea
- Aesculus x carnea « Aureomargi
- Aesculus x carnea « Briotii »
- Aesculus x carnea « Plantieren
- Aesculus x carnea « Variegata
- Aesculus x hybrida
- Aesculus x marylandica
- Aesculus x mutabilis
- Ailanthus altissima
- Ailanthus excelsa
- Ailanthus giraldii
- Ailanthus grandis
- Ailanthus integrifolia
- Ailanthus malabarica
- Ailanthus triphysa
- Ailanthus vilmoriniana
- Aiouea angulata
- Amburana cearensis
- Anadenanthera peregrina
- Andradea floribunda
- Anthodiscus montanus
- ARCHIDENDRON
- Archidendron bigeminum
- Archidendron bigeminum
- Archidendron clypearia
- Archidendron contartum
- Astrocaryum triandrum
- Astronium urundeuva
- Attalea septuagenata
- Azeredia
- Bactris
- Bactris coloniata
- Chloroxylon swietenia
- Cochlospermum
- Cochlospermum angolense
- Cochlospermum fraseri
- Cochlospermum gillivraei
- Cochlospermum intermedium
- Cochlospermum noldei
- Cochlospermum planchonii
- Cochlospermum regium
- Cochlospermum religiosum
- Cochlospermum tetraporum
- Cochlospermum vitifolium
- Davidia involucrata
- Dicksonia antarctica (Fougère arborescente commune)
- Dipteronia (Erable d’or et d’argent)
- Dipteronia sinensis (Érable d'or et d'argent)
- Flindersia
- Ginkgo biloba (Arbre aus quarante écus)
- Liquidambar acalycina - Copalme de Chine
- Melia azedarach
- Myracrodruon urundeuva- Astronium urundeuva
- Pourouma cecropiifolia
- Toxicodendron vernicifluum - Vernis du Japon
- Vitex lucens
- Zelkova abeliceaii - zelkova crétoise
- BOURGEONS ET RAMEAUX 0
- DESCRIPTION DES ARBRES 4
-
NOMENCLATURE DES ARBUSTES
192
- Abelia
- Abelia biflora
- Abelia chinensis
- Abelia engleriana
- Abelia floribunda
- Abelia graebneriana
- Abelia ionandra
- Abelia mosanensis
- Abelia schumannii
- Abelia schumannii « Bumblebee’s »
- Abelia spathulata
- Abelia triflora
- Abelia triflora « Pendula »
- Abelia umbellata
- Abelia uniflora
- Abelia x grandiflora
- Abelia x grandiflora "Aurea"
- Abelia x grandiflora "Compacta"
- Abelia x grandiflora "Francis Mason"
- Abelia x grandiflora "Gold spot"
- Abelia x grandiflora "Gold Strike"
- Abelia x grandiflora « Hopley’s »
- Abelia x grandiflora « Kaleidoscope »
- Abelia x grandiflora « Prostrata »
- Abelia x grandiflora « Semperflorens »
- Abelia x grandiflora « Snowdrift »
- Abelia x grandiflora « Sunrise »
- Abelia x grandiflora « Sunspot »
- Abelia x grandifora « Mariesii »
- Abelia zanderi
- Abelia zanderi 'Little Richard'
- Abelia ~ Confetti
- Abelia ~ Conti
- Abelia ~Edward Gaucher
- Abeliophyllum distichum
- Abeliophyllum distichum « Roseum »
- Abroma augustum –Coton du diable
- Abroma fastuosa
- Abutilon arboreum
- Abutilon bedfordianum
- Abutilon bedfordianum « Rose »
- Abutilon fuchsioides
- Abutilon grandifolium
- Abutilon halophilum
- Abutilon indicum
- Abutilon Megapotamicum
- Abutilon megapotamicum « Allan
- Abutilon megapotamicum « Allan
- Abutilon mollissimum
- Abutilon muticum
- Abutilon otocarpum
- Abutilon palmeri
- Abutilon pictum
- Abutilon pictum « Moritz »
- Abutilon pictum « Thompsonii »
- Abutilon sellowianum var. marm
- Abutilon somneratianum
- Abutilon theophrasti
- Abutilon viticella
- Abutilon vitifolium
- Abutilon vitifolium var. album
- Abutilon vitifolium « Album »
- Abutilon vitifolium « Lilac »
- Abutilon vitifolium « Sincox W
- Abutilon vitifolium « Tennant’
- Abutilon vitifolium « Veronica
- Abutilon vitifolium « White Ch
- Abutilon x hybridum
- Abutilon x hybridum « Rosea »
- Abutilon x milleri « Variegatu
- Abutilon x ochsenii
- Abutilon x suntense
- Abutilon x suntense 'Jermyns'
- Abutilon x suntense « Ralph Go
- Abutilon x suntense « Violetta
- Abutilon x suntense « White Ch
- Abutilon ~ « Alexandra »
- Abutilon ~ « Amsterdam »
- Abutilon ~ « Anne »
- Abutilon ~ « Apfelblüte »
- Abutilon ~ « Apricot Beauty »
- Abutilon ~ « Ashford Red »
- Abutilon ~ « Bella Rosa »
- Abutilon ~ « Benary’s Giant »
- Abutilon ~ « Benary’s Riesen »
- Abutilon ~ « Bettina »
- Abutilon ~ « Biggi »
- Abutilon ~ « Boskoop Geel »
- Abutilon ~ « Boule de neige »
- Abutilon ~ « Brillant »
- Abutilon ~ « Burgi »
- Abutilon ~ « Canary Bird »
- Abutilon ~ « Cannington Carol
- Abutilon ~ « Cannington Peter
- Abutilon ~ « Cannington Sonia Nouveau
- Abutilon ~ « Cerise Queen » Nouveau
- Abutilon ~ « Cinderella » Nouveau
- Abutilon ~ « Cloth of Gold – T Nouveau
- Abutilon ~ « Cynthia Pyke » Nouveau
- Abutilon ~ « Eva » Nouveau
- Abutilon ~ « Feuerglocke » Nouveau
- Abutilon ~ « Feuerwehr » Nouveau
- Abutilon ~ « Firebell » Nouveau
- Abutilon ~ « Flammenzauber » Nouveau
- Abutilon ~ « Gelbe Glocke » Nouveau
- Abutilon ~ « Globosum » Nouveau
- Abutilon ~ « Golden Fleece » Nouveau
- Abutilon ~ « Herzblut » Nouveau
- Abutilon ~ « Hinton Seedling » Nouveau
- Abutilon ~ « Jacqueline Morris Nouveau
- Abutilon ~ « Kentish Belle » Nouveau
- Abutilon ~ « Kleine Schönheit Nouveau
- Abutilon ~ « Klener Stern » Nouveau
- Abutilon ~ « Leuchtfeuer » Nouveau
- Abutilon ~ « Louis Marignac » Nouveau
- Abutilon ~ « Marietta » Nouveau
- Abutilon ~ « Marion » Nouveau
- Abutilon ~ « Master Michael » Nouveau
- Abutilon ~ « Melody » Nouveau
- Abutilon ~ « Milleri Variegate Nouveau
- Abutilon ~ « Moderm Master » Nouveau
- Abutilon ~ « Nabob » Nouveau
- Abutilon ~ « Old Rose » Nouveau
- Abutilon ~ « Orange Beauty » Nouveau
- Abutilon ~ « Orange Glow » Nouveau
- Abutilon ~ « Orange King » Nouveau
- Abutilon ~ « Orange Vein » Nouveau
- Abutilon ~ « Orange » Nouveau
- Abutilon ~ « Parlor Maple » Nouveau
- Abutilon ~ « Patrick Synge » Nouveau
- Abutilon ~ « Peaches And Cream Nouveau
- Abutilon ~ « Pink Beauty » Nouveau
- Abutilon ~ « Pink Lady » Nouveau
- Abutilon ~ « Pocheri Bordeaux Nouveau
- Abutilon ~ « Pocheri Orange » Nouveau
- Abutilon ~ « Pocheri Rouge » Nouveau
- Abutilon ~ « Red Bells » Nouveau
- Abutilon ~ « Rosa Mini » Nouveau
- Abutilon ~ « Rosa Puppe » Nouveau
- Abutilon ~ « Rosalie » Nouveau
- Abutilon ~ « Rose Glow » Nouveau
- Abutilon ~ « Rosenrot » Nouveau
- Abutilon ~ « Sabina » Nouveau
- Abutilon ~ « Savitzii » Nouveau
- Abutilon ~ « Souvenir de Bonn Nouveau
- Abutilon ~ « Suntense » Nouveau
- Abutilon ~ « Variegata » Nouveau
- Abutilon ~ « Ville de Lyon » Nouveau
- Abutilon ~ « White Form » Nouveau
- Abutilon ~ « Yellow Beauty » Nouveau
- Abutilon × milleri
- Acacia acinacea Nouveau
- Acacia aculeatissima Nouveau
- Acacia acuminata Nouveau
- Acacia adsurgens Nouveau
- Acacia adunca Nouveau
- Acacia alata Nouveau
- Allamanda blanchetii
- Allamanda cathartica
- Allamanda neriifolia
- Arctostaphylos manzanita
- Argyrocytisus battandieri - Genêt ananas - Cytisus battandieri
- Aronia arbutifolia
- Brugmansia arborea
- Brugmansia aurea
- Brugmansia ou Datura arboresce
- Brugmansia sanguinea
- Brugmansia suaveolens
- Brugmansia versicolor
- Ceratostigma minus
- Eleutherococcus - Éleuthérocoq
- Eleutherococcus divaricatus
- Eleutherococcus giraldii
- Eleutherococcus henryi
- Eleutherococcus lasiogyne
- Eleutherococcus leucorrhizus
- Eleutherococcus rehderianus
- Eleutherococcus sciadophylloid
- Eleutherococcus senticosus
- Eleutherococcus sessiliflorus
- Eleutherococcus setchuensis
- Eleutherococcus sieboldianus «
- Eleutherococcus sieboldianus «
- Eleutherococcus sieboldianus « Variegatus »
- Eleutherococcus simonii
- Eleutherococcus spinosus
- Eleutherococcus trichodon
- Eleutherococcus trifoliatus
- Eleutherococcus wilsonii
- Rhus typhina - Vinaigrier, Sum
- Tecoma capensis « Hammer’s ros
- Teucrium fruticans
- GLOSSAIRE MYCOLOGIQUE 0
- LA BIOLOGIE DES CHAMPIGNONS 1
- LA CLASSIFICATION DES CHAMPIGNONS 1
- LA DESCRIPTION DES CHAMPIGNONS 1
- LA REPRODUCTION DES CHAMPIGNONS 1
- LA VIE DES CHAMPIGNONS 1
- LE MONDE DES CHAMPIGNONS 1
- LES CHAMPIGNONS TOXIQUES 1
- LES FAMILLES DES CHAMPIGNONS 0
-
NOMENCLATURE DES CHAMPIGNONS
13
- Albatrellus ovinus - (Polypore des brebis)
- Armillaria
- Aureoboletus cramesinus
- Boletus badius - Bolet bai
- Boletus calipes - Bolet à pied creux
- Boletus calopus - Bolet à beau pied
- Boletus chrysenteron - Bolet à chair jaune
- Boletus edutis -cèpe de Bordeaux
- Boletus fechtneri - Bolet de Fechtner
- Boletus luridus - Bolet blafard
- Boletus pinophilus - Bolet pinicola - Bolet des pins
- Boletus piperatus - Bolet poivré
- Entomophthora muscae
-
NOMENCLATURE DES MOUSSES
31
- Anthoceros
- Anthoceros agrestis
- Anthoceros cavernosus
- Anthoceros punctatus
- Anthoceros rosulans
- Anthoceros tuberculatus
- Anthoceros sambesianus
- Dendroceros
- Dendroceros africanus
- Dendroceros borbonicus
- Dendroceros cavernosus
- Dendroceros crispus
- Dendroceros granulatus
- Dendroceros humboldtensis
- Dendroceros javanicus
- Dendroceros subplanus
- Dendroceros tahitensis
- Folioceros
- Folioceros fuciformis
- Folioceros glandulosus
- Leiosporoceros dussii
- Nothoceros
- Nothoceros vincentianus
- Phaeoceros
- Phaeoceros carolinianus
- Phaeoceros exiguus
- Phaeoceros flexivalvis
- Phaeoceros laevis
- Phaeomegaceros fimbriatus
- Phymatoceros bulbiculosus
- Sphaerosporoceros
- INTRODUCTION 1
- LES BRYOPHYTES 1
-
NOMENCLATURE DES PLANTES ANNUELLES
14
- Abelmoschus esculentus
- Abelmoschus manihot - Aibika
- Abelmoschus manihot « Cream Cup »
- Abelmoschus manihot « Sunset »
- Abelmoschus moschatus « Pacific »
- Anacyclus radiatus
- Brugmansia arborea
- Brugmansia aurea
- Brugmansia ou Datura arboresce
- Brugmansia sanguinea
- Brugmansia suaveolens
- Brugmansia suaveolens
- Brugmansia versicolor
- Datura (Datura stramonium), herbe du diable toxique
-
NOMENCLATURE DES PLANTES AQUATIQUES
16
- Acorus gramineus « Variagatus »
- Caltha natans
- Euryale ferox
- Hydrocotyle
- Hydrocotyle americana
- Hydrocotyle bonariensis
- hydrocotyle formosa
- Hydrocotyle leucocephala
- Hydrocotyle mexicana
- Hydrocotyle quinqueloba
- Hydrocotyle ramiflora
- Hydrocotyle ranunculoides
- Hydrocotyle sibthorpioides
- Hydrocotyle verticillata
- Hydrocotyle vulgaris
- Isoetes bolanderi - Isoète de Bolander
- INTRODUCTION SUR LES PLANTES VIVACES 2
-
NOMENCLATURE DES PLANTES VIVACES
83
- Abelmoschus
- Abelmoschus esculentus
- Abelmoschus manihot
- Abelmoschus manihot "Cream Cut"
- Abelmoschus manihot « Sunset »
- Abelmoschus moschatus
- Abelmoschus moschatus « Pacific »
- Abronia
- Abronia alpinia
- Abronia fragrans
- Abronia latifolia
- Abronia maritima
- Abronia pogonantha
- Abronia umbellata
- Abronia villosa
- Abutilon ~ « Bella »
- Acaena
- Acaena argentea
- Acaena buchananii
- Acaena caesiiglauca
- Acaena inermis
- Acaena microphylla
- Acaena myriophylla
- Acaena novae-zelandiae
- Acaena ovalifolia
- Ajuga genevensis
- Alyssum murale
- Alyssum saxatile
- Amsonia ciliata
- Atropa belladonna (Belladone)
- Calochortus
- Chondrilla juncea - Chondrille à feuilles de joncs - Chondrille effilée - Chondrille à tige de jonc - Salade à bûches
- Cortaderia richardii (Herbe de la pampa)
- Cortaderia selloana (Herbe da la pampa) (gynerium)
- Doronicum clusii
- Echinops sphaerocephalus - Oursin à têtes rondes
- Gynura aurantiaca « Purple Passion »
- Helleborus (Ranunculaceae)
- Helleborus argutifolius - Hellébore de Corse
- Helleborus croaticus
- Helleborus dumetorum
- Helleborus foetidus
- Helleborus foetidus - Hellébore fétide
- Helleborus grandorfensis « Ice n'Roses White »
- Helleborus liguricus
- Helleborus lividus subsp. Corsicus
- Helleborus multifidus
- Helleborus multifidus subsp. Serbicus
- Helleborus niger
- Helleborus odorus
- Helleborus orientalis - Rose de carême
- Helleborus purpurascens - Hellébore pourpre
- Helleborus thibetanus
- Helleborus thibetanus
- Helleborus torquatus - Hellébore de Serbie
- Helleborus viridis - Hellébore vert
- Helleborus viridis subsp. Occidentalis
- Lespédéza
- Lycopodium annotinum
- Pelargonium citronellum
- Pelargonium crispum – Géranium odorant
- Pelargonium cucullatum - Géranium à feuilles en entonnoir
- Pelargonium fulgidum
- Pelargonium graveolens – Pélargonium rosat
- Pelargonium hederaefolium - Géranium lierre, Géranium des balcons
- Pelargonium X domesticum - Pélargonium des fleuristes, Pélargonium régal, Géranium à grandes fleurs
- Pelargonium ×hortorum – Pélargonium zonale
- Primula (primevère)
- Rheum (Rhubarbe)
- Rosa xanthina « Canary Bird »
- Ruta chalepensis - Rue de Chalep
- Symphytum (Consoude)
- Symphytum asperum - Consoude hérissée - Consoude rude
- Symphytum azureum - Consoude bleue
- Symphytum bulboseum - Consoude bulboseum
- Symphytum caucasicum - Consoude du Caucase
- Symphytum grandiflorum - Consoude à grandes fleurs
- Symphytum gussonei - Consoude gussonei
- Symphytum gussonei - Consoude gussonei
- Symphytum officinale - Consoude officinale
- Symphytum officinale - Consoude officinale
- Tanacetum vulgare (La Tanaisie commune)
- Tanacetum vulgare (La Tanaisie commune) (Chrysanthemum vulgare )
-
NOMENCLATURE DES ROSIERS
15
- Rosa moyesii « Geranium »
- Rosa rugosa « Hansa »
- Rosa x gallica « Complicata »
- Rosa xanthina « Canary Bird »
- Rosa « Belle Amour »
- Rosa « Celile Brünner »
- Rosa « Centenaire de Lourdes »
- Rosa « Clair Matin »
- Rosa « Claude Monet »
- Rosa « Duchesse de Brabant »
- Rosa « Elina »
- Rosa « Fluorescent »
- Rosa « Glamis Castle »
- Rosa « Graham Thomas »
- Rosa « Madame Caroline Testout »
- INTRODUCTION 0
- PATHOVAR
- RHIZOMYCELIUM
- BIVOLTINE
- BIOTROPHIQUE
- HYDATHODE
- CORYNÉFORME
- Hedera helix – Lierre
- Famille des Araliaceae
- Abies procera « Kelleris »
- Abies pinsapo « Kelleriis
- Abies nordmianniana « Aurea »
- Abies koreana « Prostrate Form
- Abies lasiocarpa var. Compacta
- Abies lasiocarpa var. Arozinat
- Abies koreana « Green Carpet »
- Abarema cochleata
- Acacia albida - Fruitiers du C
- DIAMINOBUTYRATE
- SPORULENT
- ASCOMYCÈTE
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Roussillon

Couvert
- Min: 9 °C
- Max: 10 °C
- Vent: 22 kmh 70°
- BOTANISTE JEAN-MARC GIL TOUT SUR LA BOTANIQUE /
- LA BOTANIQUE /
- GLOSSAIRE BOTANIQUE /
- GLOSSAIRE /
- BORE
BORE
Le bore est l'élément chimique de numéro atomique 5, de symbole B. C'est la tête de file du groupe 13 du tableau périodique
Le corps simple bore est un métalloïde trivalent. Il est plutôt rare dans l'écorce terrestre et le système solaire, mais plus abondant à la surface de la Terre, notamment sous forme de borates principalement de borax, mais aussi d'acide borique. Il constitue environ 0,001 % de la croûte terrestre, soit 10 ppm en moyenne (en particulier 5 mg/kg dans les basaltes).
Bore |
||||||||||||||||||||||||||
|
||||||||||||||||||||||||||
Position dans le tableau périodique |
||||||||||||||||||||||||||
B |
||||||||||||||||||||||||||
Bore |
||||||||||||||||||||||||||
5 |
||||||||||||||||||||||||||
2e période |
||||||||||||||||||||||||||
Bloc p |
||||||||||||||||||||||||||
2, 3 |
||||||||||||||||||||||||||
Propriétés atomiques de l'élément |
||||||||||||||||||||||||||
10,811 ± 0,007 u1 |
||||||||||||||||||||||||||
Rayon atomique (calc) |
85 pm (87 pm) |
|||||||||||||||||||||||||
84 ± 3 pm2 |
||||||||||||||||||||||||||
208 pm |
||||||||||||||||||||||||||
3 |
||||||||||||||||||||||||||
2,04 |
||||||||||||||||||||||||||
Faiblement acide |
||||||||||||||||||||||||||
1re : 8,29802 eV |
2e : 25,1548 eV |
|||||||||||||||||||||||||
3e : 37,93064 eV |
4e : 259,37521 eV |
|||||||||||||||||||||||||
5e : 340,22580 eV |
||||||||||||||||||||||||||
|
||||||||||||||||||||||||||
Propriétés physiques du corps simple |
||||||||||||||||||||||||||
solide |
||||||||||||||||||||||||||
2,34 g·cm-3 (cristaux) 2,37 g·cm-3 (variété amorphe) |
||||||||||||||||||||||||||
9,34 |
||||||||||||||||||||||||||
Noir |
||||||||||||||||||||||||||
2 075 °C1 |
||||||||||||||||||||||||||
4 000 °C1 |
||||||||||||||||||||||||||
50,2 kJ·mol-1 |
||||||||||||||||||||||||||
480 kJ·mol-1 (1 atm, 4 000 °C) |
||||||||||||||||||||||||||
4,39×10-6 m3·mol-1 |
||||||||||||||||||||||||||
1,56×10-5 atm à 2 140 °C4 |
||||||||||||||||||||||||||
16 200 m·s-1 à 20 °C |
||||||||||||||||||||||||||
1 026 J·kg-1·K-1 |
||||||||||||||||||||||||||
1,0×10-4 S·m-1 |
||||||||||||||||||||||||||
27,4 W·m-1·K-1 |
||||||||||||||||||||||||||
231-151-2 |
||||||||||||||||||||||||||
Histoire
Les composés du bore (arabe بورق - buraq, persan burah « brillant »), sont connus depuis des milliers d'années. Dans l'Égypte antique, le procédé de momification dépendait du natron, un minerai contenant en impuretés des borates ainsi que d'autres sels plus communs. Il est connu par les métallurgistes et céramistes depuis la plus haute Antiquité. Les Chinois se servaient d'une glaise à haute teneur en borax au moins depuis − 300 et les Romains, lointains héritiers des Phéniciens, utilisaient des composés de bore pour la fabrication du verre.
Cet élément ne fut isolé qu'en 1808 par Sir Humphry Davy, Gay-Lussac et le baron Louis Jacques Thénard, qui obtinrent une pureté de 50 %. Ils n'identifièrent toutefois pas la substance comme un élément; ce fut fait par Jöns Jacob Berzélius en 1824. Henri Moissan livra les premiers échantillons purifiés et le premier échantillon de bore pur fut obtenu, à partir de sesquioxyde de bore, par le chimiste américain Ezekiel Weintraub en 1909.
Physicochimie et cinétique environnementale du bore
Il existe deux variétés allotropiques principales de bore à l'état de corps simple : le bore amorphe est une poudre brune, tandis que le bore métallique est noir. Le bore métallique est dur — 9,3 sur l'échelle de Mohs — et présente une faible conductivité électrique à température ambiante. Il présente un grand intérêt tant pour la variété de ses composés, pour les progrès qu'il a rendu possibles dans la compréhension de la liaison chimique, que pour son importance industrielle et technologique. Il est utilisé essentiellement sous forme de perborate de sodium Na2B2O4(OH)4 dans les lessives et les détergents, ainsi que sous forme de borax Na2B4O7·10H2O dans les matériaux en fibres de verre.
Le bore aisément adsorbé mais aussi solubilisé dans le sol (labouré notamment) est emporté par le ruissellement (0,001 à 2 mg/L dans les eaux douces européenne, avec des valeurs moyennes généralement inférieures à 0,6 mg/l selon l'OMS (2003). Des facteurs tels que des précipitations abondantes, un apport de chaux récent (pH supérieur à 6,6), des sols sablonneux (Acrisols, Podzols et à un niveau moindre Andosols, Luvisols et Oxisols) ou riches en matière organique favorisent les carences en bore des sols.
De là, il est lessivé vers les océans où il se retrouve concentré, essentiellement sous forme d'acide borique. C'est là qu'est stocké la plupart du bore (4,5 mg/L en moyenne selon IPCS (International Programme on Chemical Safety), 1998) qu'on retrouve en partie dans les sédiments marins. Une petite partie du bore est volatilisé vers l'air et l'atmosphère via les embruns, les incendies de forêt et l'évaporation d'acide borique marin ainsi qu'à partir de l'activité volcanique, et depuis quelques siècles à partir des opérations minières, de la production de verre et de céramiques, de l’épandage agricole de produits chimiques, et de la combustion du charbon (centrales thermiques, usines métallurgiques...). Le bore particulaire retombe en mer ou sur terre sous forme de dépôts secs ou humides. La teneur de l'air en bore ne dépasse pas 0,5 à 80 ng/m3. Dans le sol ou les sédiments le bore tend à être transformé en borates par les champignons et bactéries et à s'adsorber sur le substrat quand il est alcalin (pH 7,5 à 9) (et à être désorbé si le milieu s'acidifie, selon 'ATSDR (1992) et l'IPCS(1998).
Isotopes
Article détaillé : Isotopes du bore.
Le bore possède 14 isotopes connus, avec un nombre de masse variant entre 6 et 19. Seuls 10B et 11B sont stables et naturellement présents dans la nature, le second représentant 80 % du bore naturel. Les radioisotopes du bore sont très instables : la demi-vie la plus longue, celle de 8B, n'est que de 770 ms. Ils se désintègrent en isotopes de l'hélium pour les isotopes plus légers que les isotopes stables (via des isotopes du béryllium pour certains), en isotopes du carbone pour les plus lourds. Son analyse isotopique peut être utile pour tracer les origines de certains composés anthropiques du bore.
Caractéristiques notables
Granules de bore élémentaire
Le bore est le seul élément non métallique de sa colonne (groupe) du tableau périodique. À ce titre, ses propriétés chimiques diffèrent de celles de l'aluminium, du gallium, de l'indium et du thallium. Ainsi, il ne présente pas de chimie ionique en solution aqueuse. Le bore possède une orbitale-p presque vide (un seul électron sur les six pouvant occuper cette sous-couche). Trivalent (susceptible de former trois liaisons covalentes), il est utilisé en électronique comme dopant de type p (accepteur d'électrons / riche en trous) pour le silicium (tétravalent). Les composés du bore se comportent souvent comme des acides de Lewis, se liant aisément avec des espèces riches en électrons afin de combler son déficit électronique.
Le bore est transparent à la lumière infrarouge. À température ambiante, le bore est un mauvais conducteur électrique mais est un bon conducteur à température élevée.
Le bore possède la résistance à la traction la plus élevée de tous les éléments connus.
Le nitrure de bore cubique peut être employé pour faire des matériaux aussi durs que le diamant. Le nitrure agit également en tant qu'isolant électrique, mais conduit la chaleur comme un métal. Le nitrure de bore hexagonal a des qualités lubrifiantes semblables à celles du graphite. Le bore ressemble également au carbone car il a la possibilité de former des réseaux moléculaires stables par liaisons covalentes.
Il est présent dans les lessives, ce qui en fait un traceur de pollution urbaine dans les réseaux d'assainissement. On le détecte dans l'eau grâce à la curcumine, avec laquelle il forme le rouge de rosocyanine.
Curieusement, le bore n'entre dans la composition que d'une seule molécule ayant un rôle biologique connu : AI-2 (autoinducer 2), découvert en 1994 par Bonnie L. Bassler, est un agent qui permet à des bactéries de communiquer entre elles pour évaluer leur nombre et de ne déclencher certaines actions (comme la luminescence) que si elles sont relativement nombreuses. Cette molécule est un sucre qui enserre un atome de bore.
Le bore présente également, à haute pression (plus de 10 GPa, ou 100 000 atm), la faculté de pouvoir former un cristal ionique à lui seul, alors que d’ordinaire un tel cristal est constitué d’au moins deux types d’atomes différents. Cette propriété s’explique par le fait que, sous l’effet de la pression, les atomes de bore s’assemblent en deux types d’amas aux caractéristiques ioniques différentes, l’un se comportant comme un cation et l’autre comme un anion, permettant ainsi la formation d’un cristal ionique.
Applications
- Le composé du bore ayant la plus grande importance économique est le borax ou tétraborate de sodium Na2B4O7·5H2O, qui est notamment utilisé pour la fabrication de fibre de verre isolante, et comme agent de blanchiment.
- Pour la couleur verte qu'il donne dans la flamme, le bore « amorphe » est utilisé dans les effets pyrotechniques.
- L'acide borique est un composé important de certains produits textiles.
- L'acide borique et ses sels ont été très utilisés en médecine comme médicaments biocides, mais ils sont peu à peu remplacés par d'autres produits plus sûrs. « Divers agents borés hypolipémiants, anti-inflammatoires ou anticancéreux ont été proposés et/ou développés dans les années 1970-1980, mais la plupart de ces composés ont aussi été jugés hautement toxiques lorsqu'ils ont été testés aux doses thérapeutiques nécessaires chez les animaux ».
- Conservateur alimentaire : Après qu'on eut constaté au XIXe siècle qu'un mélange de trois parties d'acide borique et d'une partie de borax semblait faire un conservateur très efficace pour le lait, le beurre ou des produits carnés, il a été utilisé par certaines industries comme conservateur alimentaire jusqu'à ce que des empoisonnements mortels ou graves (par surdosage ou consommation accidentelle) aient fait reculer ces pratiques et l'aient fait interdire aux États-Unis, en France, Allemagne, Pays-Bas, Italie et Espagne et plus tardivement en Grande-Bretagne (un peu avant 1928, après une enquête prolongée sur différentes méthodes de conservation des aliments). Le lait traité au bore (Boricized milk) ayant notamment provoqué des troubles intestinaux graves chez les nourrissons.
- Des composés du bore sont utilisés en synthèse organique et pour produire des verres borosilicatés tels que le Pyrex.
- Certains sels de bore ont longtemps été utilisés comme pesticides insecticides et fongicide pour le bois ; par exemple sous forme de polyborate (Na.B80134H20) contre les termites et d'autres insectes xylophages, ainsi que contre les champignons xylophages; il présente l'intérêt de spontanément bien pénétrer dans le bois, mais l'inconvénient de mal s'y fixer (il est très soluble) et sa durée de vie et d'efficacité n'est pas connue, comme anti-puce ; ovicide et larvicide
- Des sels de bore ou de l'acide borique ont aussi été utilisés comme fongicide et ignifugeant pour le bois, puis pour la ouate de cellulose avec l'avantage supposé de présenter une faible toxicité pour l'homme.
Mais, outre une écotoxicité à terme (toxicité pour les invertébrés notamment), on a montré que les sels de bore étaient toxiques pour les mammifères (réduction du poids fœtal, malformations du squelette et de viscères, chez le rat, la souris et le lapin) et a priori pour le développement fœtal humain ;
Sur cette base notamment, le 16 février 2007, l'acide borique et ses sels ont été classés « Reprotoxique de catégorie 2 » à l'annexe de la 30e A.T.P. de la directive 67/548. - l'acide borique, le borate de sodium, l'eau boriquée et eau oxygénée boriquée ont été utilisés comme médicaments, par exemple pour le traitement profond de certaines plaies, à la suite d'un article scientifique de 199028 qui a été ensuite considéré comme présentant des défauts méthodologiques ; les symptômes de l'intoxication par l'acide borique ou ses sels diffèrent de ceux directement induits par le bore, ce sont des troubles digestifs (vomissements, douleurs abdominales…, 63,7 %), des troubles neurologiques (vertiges, ébriété, hypotonie…, 13,0 %), des manifestations cutanéo-muqueuses de type allergique (érythème…, 11,0 %) et des troubles respiratoires (5,5 %) et/ou généraux (5,5 %). Tout ou partie de ces symptômes ont été constatés chez 22,3 % de 367 personnes recensées comme ayant été exposées (par voie orale le plus souvent) à de l'acide borique (84,2 %) ou à du borate de sodium, de l’eau boriquée ou de l’eau oxygénée boriquée), dans le cadre d'accidents ou d'erreurs thérapeutiques.
- Le bore naturel ou enrichi en 10B est utilisé, sous forme d'acide borique dilué dans l'eau, comme absorbant neutronique dans les réacteurs nucléaires à eau pressurisée. Il joue aussi un rôle de bouclier contre les radiations neutroniques et dans les détecteurs de neutrons.
- On le trouve en alliage avec le fer et le néodyme (Nd2Fe14B) dans de puissants aimants permanents.
- En métallurgie, le bore renforce la résistance des joints de grains. La combinaison du bore et du titane (appelé « couple titane-bore ») dans les aciers trempés-revenus influe considérablement sur les propriétés mécaniques de ces derniers en augmentant leur trempabilité (taux de martensite plus élevé). Le dosage doit être très précis, certaines normes d'élaboration interdisent les concentrations en bore supérieures à 0, 0005 % (en masse).
- Des composés de bore sont étudiés pour un très grand nombre d'applications comme dans les membranes perméables au sucre, les capteurs d'hydrate de carbone.
- Dans l'industrie des semi-conducteurs, le bore est un dopant accepteur (type-P), notamment dans le silicium. Le diamant naturel a une mauvaise conductivité électrique, mais il peut être utilisé dans l'industrie des semi-conducteurs s'il a été dopé avec des impuretés de bore, bore-deutérium (ou de phosphore) ; un diamant fortement dopé au bore (plus de 3 1020 B.cm-3) acquiert un comportement métallique et peut même être utilisé comme électrode pour l'électrochimie. De telles électrodes son capables de « réduire à des bas potentiels et même d'oxyder à des hauts potentiels des composés que certaines électrodes conventionnelles telles que l’or, le platine, le carbone vitreux ne peuvent atteindre. Elles pourraient servir à réduire les nitrates et oxyder certains polluants organiques des eaux » (sans attaquer l'eau elle-même).
- Le diborane est un ergol étudié dans le domaine de l'astronautique pour son impulsion spécifique élevée avec le difluorure d'oxygène.
- Le bore (combiné à de l’hydrogène) est également pressenti comme futur combustible thermonucléaire dans le cadre de la fusion aneutronique.
Production
On ne trouve pas de bore dans la nature sous sa forme élémentaire, mais sous forme combinée par exemple dans le borax (tinkalite), l'acide borique, la colémanite, la kernite, l'ulexite et divers borates. On trouve parfois de l'acide borique dans les sources d'eau volcanique. L'ulexite est un minerai de bore qui possède naturellement les propriétés de la fibre optique.
Les États-Unis (avec le gisement économiquement le plus important de minerai de rasorite, dans le désert des Mojaves en Californie) et la Turquie (avec ses vastes réserves de minerai de borax) sont les deux plus grands producteurs de bore. La Turquie détient près de 73 % des réserves mondiales et les États-Unis environ 13 %.
Le bore pur n'est pas facile à préparer. Les premières méthodes impliquaient la réduction de l'acide borique avec un métal tel que le magnésium ou l'aluminium. Toutefois le produit est presque toujours contaminé par des borures métalliques.
Le bore très pur est préparé en réduisant des halogénures de bore volatils avec de l'hydrogène à haute température.
Fonctions et toxicité biologique
Oligo-élément à faible dose ?
Pour les végétaux
Ce métalloïde est présent sous forme ionique ou minéral amorphe de manière courante dans l'environnement. C'est l'un des 7 composants essentiels des végétaux ; associé à la pectine, il contribue à maintenir l'intégrité de leurs parois cellulaires, et il est indispensable à la croissance des tubes polliniques. Seuls les végétaux bioaccumulent fortement le bore. Certains légumes en contiennent de 0.025 à 0,05 mg/g de poids sec, devant les fruits (de 0.005 à 0,0005 mg/g) eux-mêmes plus riches en bore que les céréales et leur grains (de 0.001 à 0,005 mg/g). Dans le bois de l'arbre il se stabilise dans le phloème d'où il est peu transféré aux autres tissus sauf chez certaines espèces dont le pommier (les pommes sont riches en bore) et chez les espèces riches en sorbitol. Les racines en contiennent le moins, les feuilles le plus.
En revanche, un taux de bore dépassant 1 ppm dans le sol peut provoquer une nécrose marginale des feuilles et affecter la croissance de plantes sauvages ou cultivées (tomate par exemple). Certains dérivés du bore ont d'ailleurs été utilisés comme pesticides désherbants et une forte dose de bore tue les plantes.
Inversement, des niveaux trop bas (<0,8 ppm) peuvent provoquer ces mêmes symptômes chez des végétaux particulièrement sensibles au bore dans le sol (arbres fruitiers par exemple).
Selon une étude (2010) faite dans la vallée de San Joaquin (SJV) en Californie, l'acidité (pH bas) du sol, même faible serait un des facteurs aggravant le plus la phytotoxicité du bore. Il est associé à une inhibition des symbioses bactériennes de la Rhizosphère chez des concombres cultivées sur un sol salinisé par l'irrigation avec une eau dure ; l'augmentation du taux de bore dans un sol légèrement acide s'accompagnant d'une chute de la diversité bactérienne associée aux racines. Le bore s’accumule dans les végétaux
Chez l'Homme et l'animal
Le bore est largement présent dans l'alimentation animale et humaine. Il ne semble pas être bioaccumulé (sauf dans l'os où le bore s'accumule fortement. Chez le rat exposé au bore par l'alimentation, les os l'accumulent fortement puis après que l'apport alimentaire a cessé, la charge osseuse en bore diminue en quelques mois, mais se stabilise définitivement à une teneur trois fois supérieure à la moyenne).
Chez les invertébrés il est toxique à faible dose, quelques dizaines de mg/L d'eau chez la crevette (chez Litopenaeus vannamei par exemple, avec une toxicicité variant selon la salinité de l'eau). D'après des études faites sur la limande (Limanda limanda) ou le mulet à grosses lèvres (Chelon labrosus), les poissons marins s'y montrent moins sensibles que les invertébrés.
Son rôle (positif ou négatif) dans la physiologie animale est mal compris. À faible dose, il est au moins impliqué dans le transport membranaire, et stimule l'activité ATPase, le pompage des ions H+ de pompage et l'absorption des ions K+. Depuis qu'on sait qu'il a une activité biologique, la recherche sur la chimie de ses composés s'est développée. Certains de ces composés se sont montrés être de puissants agents anti-ostéoporotiques, anti-inflammatoires, hypolipémiants, anti-coagulant et anti-néoplasiques à la fois in vitro et in vivo chez l'animal de laboratoire.
Il n'est pas certain qu'il s'agisse d'un élément vraiment indispensable à lui seul ; des expériences avec supplémentation ou privation de bore ont un impact sur le métabolisme du calcium osseux, mais avec des effets nettement plus marqués quand il y carence d'autres nutriments (cholécalciférol, magnésium).
Quelques études épidémiologiques laissent penser qu'il pourrait — à faible dose (1 à 13 mg/jour, fourchette de non-toxicité selon l'OMS) — jouer un rôle positif pour la santé. Des épidémiologistes ont observé que les cancers et les maladies musculo-squelettiques sont très rares chez les habitants des zones minières où l'on exploite le bore, mais s'il existe un lien de cause à effet, il est encore incompris.
Dans certaines régions, l'eau de forage peut naturellement présenter des teneurs conjointement trop élevés en bore et fluor, en étant cause de fluorose dentaire. Le bore a été massivement utilisé comme ignifugeant et a contaminé les eaux de surface en tant qu'additif de produits nettoyants, mais une étude anglaise (2010) montre que cette source particulière de pollution est en diminution.
Associé au fluor sous forme de trifluorure de bore (BF3) et inhalé, en 2 semaines, tous les rats exposés à 180 mg/m3 sont morts avant la sixième exposition (CL50 à 4 h est de 1,21 mg/L d'air), et ceux exposés à 66 et 24 mg/m3 ont montré des signes cliniques d'irritation respiratoire, une chute de poids, une augmentation du poids des poumons, et diminution du poids du foie, avec une nécrose et pycnose de l'épithélium tubulaire proximal des reins dans le groupe le plus exposé. Une accumulation de matières sèches a aussi été constatée autour du nez et de la bouche, ainsi que des râles et des larmoiements, associés à une dépression réversible du taux de protéines du sérum et des globulines, avec augmentation du taux de fluor osseux et urinaire. Les effets semblent tous de type « dose-dépendant ». La toxicité rénale est significative à 17 mg/m3 d'air alors que l'exposition à 6 mg/m3, bien que montrant une élévation des fluorures, n'a pas abouti à une réponse toxique visible.
Incertitudes toxicologiques
Concernant sa reprotoxicité
Des données toxicologiques (sur la reproduction notamment) sont issues de l'expérimentation animale. Elles ne semblent cependant pas directement extrapolables à l'Homme car certains effets négatifs chez l'animal (rat, souris, lapin) n'ont pas été confirmés par les données épidémiologiques disponibles pour l'homme. Aux doses d'exposition des ouvriers travaillant dans un environnement industriel riche en bore, on n'a pas non plus constaté de corrélation entre le taux sanguin ou du liquide séminal en bore et la fréquence ou gravité de paramètres indésirables pour le sperme (mais dans ces études, les expositions n'atteignaient pas celles qui en laboratoire provoquent des effets indésirables chez l'animal.
Concernant son utilité biologique
Elle est évidente chez les végétaux, mais moins chez l'homme ou l'animal.
Le bore semble impliqué dans la fonction cérébrale (via ses effets sur le transport transmembranaire), il affecte la synthèse de la matrice extracellulaire et semble bénéfique pour la cicatrisation de plaies. Si une supplémentation en bore augmente le taux sérique de β-estradiol et de testostérone, il a néanmoins des effets reprotoxiques (inhibition de la fonction reproductive).
Comme la quantité de bore de l'eau potable doit (les borates sont concernés par une directive européenne en Europe) et peut être contrôlée et que la quantité de bore est faible dans les aliments (un adulte moyen en consommerait 1 à 2 mg/jour), on suppose que dans un contexte « normal », il n'a pas d'effets négatifs sur la santé humaine, mais une évaluation complète des risques nécessiterait de clarifier l'importance positive ou négative du bore sur tous les processus cellulaires et physiologiques.
Le bore est présent dans tous les aliments d'origine végétale. Depuis 1989, sa valeur nutritive a été confirmée. On pense que le bore joue un rôle biochimique chez plusieurs animaux, y compris les humains. Le ministère américain de l'agriculture a mené une expérience dans laquelle les femmes ménopausées ont pris 3 mg de bore par jour. Les résultats ont montré que le bore réduit l'excrétion de calcium de 44 %, et active la production d'œstrogène et de vitamine D, ce qui suggère un rôle possible dans la prévention de l'ostéoporose.
Concernant le passage percutané
Selon les premières données (études in vivo) disponibles, la peau humaine résiste bien au passage percutané, hormis, quand elle est endommagée, abrasée ou en cas de blessure. Cependant, ces études sont parfois anciennes, et elles ont été produites alors que la sensibilité des méthodes d'analyse du bore dans une matrice biologique était faible.
Une étude in vitro récente (1998) a été faite par le département de dermatologie de l'Université de Californie (San Francisco), avec un matériel d'analyse plus performant. Ses résultats questionnent les scientifiques, car montrant pour certaines formes de bore un passage percutané de 10 à 1000 fois plus important que ce qui avait été trouvé dans des études in vivo plus anciennes. Selon les auteurs, ces résultats devraient remettre en cause les évaluations de risque toxicologique antérieures.
Concernant ses seuils de toxicité ou d'écotoxicité
Comme pour d'autres éléments, ces seuils peuvent varier selon les espèces (et les individus s'il existe des vulnérabilités génétiques). Et il faut à la fois considérer la toxicité aiguë et chronique.
Selon une réévaluation toxicologique récente (2013) basée sur le modèle animal (mammifères), les deux facteurs critiques pour sa toxicité chez les mammifères sont une toxicité testiculaire et une inhibition du développement fœtal. Au-delà de certains seuils, un excès de bore est en effet
- source d'infertilité masculine par délétion de la spermatogenèse à la suite d'une atrophie testiculaire (avec aplasie germinale). Cet effet, plus ou moins réversible selon la dose de bore acquise, est démontré chez le rat, la souris de laboratoire, la souris sylvestre et le chien, « à des doses inférieures à celles requises pour provoquer d'autres effets indésirables » Dixon et al. 1979,
L'infertilité est dans ce cas dose-dépendante, c'est-à-dire d'autant plus importante que l'exposition de l'individu au bore a été élevée, avec lésion du testicule (chez le rat adulte nourri à 9 000 ppm d'acide borique (équivalent de 1 575 ppm de bore pur) avec aussi une réduction légère du taux de testostérone sérique basale.
Ces effets sont réversibles tant que la dose ingérée n'a pas entrainé la destruction des cellules germinales.
Un effet de perturbation hormonale est soupçonné en raison d'un épuisement germinal bien corrélé avec l'augmentation des teneurs plasmatiques de la FSH, bien que les taux d'autres hormones (testostérone et LH ne sont pas toujours affectés). la NOAEL pourrait être de 17,5 mg B / kg pc / jour chez le rat pourrait être dérivé.
Chez des lots de rats alimentés avec 9 000 ppm d'acide borique additionnés à leur nourriture durant 1 à 7 jours, on constate une rapide augmentation du taux de bore dans le plasma (2 à 20 fois après 24 h), mais le testicule n'accumule pas particulièrement le bore (à la différence des os). - une perte de fertilité a aussi été observée chez des femelles de rats et souris expérimentalement exposés et 58,8 mg B/kg pc/jour avec diminution de la fertilité chez les souris femelles à 111,3 mg B/kg pc/jour.
Chez des femelles prégnantes de rats de souche Sprague-Dawley exposées à une alimentation enrichie en bore, il y a corrélation entre les concentrations sanguines de bore et l'exposition de la mère, et la dose sans effet nocif observé est de 10 mg de bore/kg de poids corporel et par jour, avec des effets adverses pour le fœtus apparaissant à 13 mg de bore /kg de poids corporel et par jour. - un impact sur le ratio Y/X des spermatozoïdes a également été mis en évidence lors d’une étude sur plusieurs centaines d'ouvriers chinois exposés au bore (comparés à une population témoin moins exposée au bore) a montré une différence de ratio Y/X (réduit chez les travailleurs de l'industrie du bore), mais sans effets directs et statistiquement significatifs sur les autres caractéristiques du sperme ou le nombre d'enfants faits par environ 1000 travailleurs de l'industrie du bore de la province de Liaoning en Chine du Nord. Soit l'être humain est moins sensible au bore que les souris, rats et chiens utilisés en laboratoire, soit ces résultats sont biaisés par une baisse de fertilité due au bore est ici cachée par une baisse générale de fertilité dans les populations étudiées, due à d'autres facteurs et/ou par le cadre de la politique de l'enfant unique conduite en Chine.
- Une toxicité rénale est également observée, avec des « changements dégénératifs histopathologiques observés en particulier dans les cellules des tubules proximaux qui étaient dose-et temps-dépendants ».
Toxicité chez l'enfant
Le mésusage accidentel d'antiseptiques contenant de l'acide borique était encore dans les années 1980 l'une des premières causes d'accident toxiques (parfois mortels) du nouveau-né et du nourrisson.
Des empoisonnements ont aussi eu lieu à la suite de l'absorption accidentelle de pesticides (dont insecticides) domestiques, comme chez les animaux qui y sont exposés.
Dans d'autres cas, ce sont des produits ménagers contenant des borates qui étaient en cause, ou lors d'accidents du travail dans un contexte de production ou d'utilisation de boranes.
Chez l'enfant les cas de toxicité aigüe sont plus facilement détectés, mais il existe aussi des situations d'empoisonnement chronique.
Cinétique corporelle, excrétion
Chez l'Homme et l'animal de laboratoire, 100 % du bore ingéré passe en quelques heures la barrière intestinale vers le sang, pour être ensuite passivement diffusé dans l'ensemble du corps. On l'y retrouve dispersé de manière inhomogène : dans les heures qui suivent l'exposition, il est moins concentré (20 % moins chez le rat) dans les tissus gras, et plus concentré dans l'os, certains tissus du cerveau et la moelle osseuse (4 fois plus dans la moelle que dans le sang).
L'acide borique ne semble pas métabolisé chez l'animal ni chez l'Homme, sans doute en raison de l'importante quantité d'énergie nécessaire qu'il faut pour rompre la liaison BO, mais il y a une affinité chimique pour les groupes chimiques cis-hydroxy, qui pourrait expliquer certains de ces effets biologiques.
Une grande partie de cet acide borique est ensuite assez rapidement (un peu plus d'une centaine d'heures) filtré par les reins et excrété via l'urine (de même que pour la plupart du bore expérimentalement injecté en intraveineuse).
La teneur urinaire en bore est donc considérée comme indicatrice d'une exposition récente.
Chez la femelle du rat prégnante, le rein élimine un peu plus vite le bore, bien que sa clairance soit inférieure à celle de la créatinine, ce qui suggère une réabsorption tubulaire.
Chez des volontaires humains ayant reçu du bore dans l'alimentation, sa demi-vie était de 21 h en moyenne, et chez d'autres volontaires ayant une dose unique de 562 à 611 mg d'acide borique par perfusion en 20 minutes (dans le cadre d'une étude de pharmacocinétique) avaient après 120 heures éliminé 98.7 (+/-9 %) de la dose, excrétée via l'urine.
La cinétique du bore semble similaire chez l'homme et le rat, mais chez le rat la durée de demi-vie du bore est de 14 à 19 h environ, significativement plus courte que chez l'Homme.
La part du bore qui n'est pas rapidement excrété peut être plus ou moins durablement absorbée par le cerveau et surtout par les os. Chez la femme enceinte, comme pour le lithium (présent à dose relativement élevée dans l'eau avec le bore dans certaines zones d'Argentine ou du Chili il a été montré (2012) que le placenta n'est pas une barrière pour le bore, montrant une exposition fœtale directe avec jusqu'à 1 700 mg de lithium/L et 14.000 de bore mesurés dans la première urine du nouveau né) ; dont les conséquences n'ont pas été étudiées.
Par contre le nourrisson semble moins exposé via le lait maternel (qui contient moins de bore que le sang de la mère) que par le lait maternisé reconstitué avec l'eau du robinet de ces régions.
Le cas du bore en nanoparticules ou dans des nanoproduits
Le développement des nanotechnologies utilisant le bore pose de nouvelles questions aux toxicologues et écotoxicologues et à la biologie cellulaire, avec notamment le développement dans les années 2000 de nanotubes constitués de nitrure de bore
Article détaillé : Nanotoxicologie.
Écotoxicité
Le bore est un oligoélément pour les végétaux (tous l'accumulent).
Le charbon étant surtout constitué de restes végétaux il contient une quantité significative de bore (alors que le pétrole et le gaz naturel plutôt issus de matière organique animale en contiennent moins).
Les fines cendres volantes issues des centrales thermiques au charbon (ici vue en microscopie électronique) sont riches en bore et peuvent être une source de contamination environnementale (comme la combustion du charbon).
Les lentilles d'eau (Lemna gibba L.) absorbent si bien le bore, qu'il a été proposé de les utiliser en phytoremédiation pour épurer l'eau polluée par le brome, cependant au-delà d'une certaine dose le bore devient toxique pour cette espèce
À la fois les carences et les excès (toxicité) en bore affectent la croissance, la morphologie, la physiologie et la structure cellulaire des plantes et donc leur rendement en culture. Un apport bien dosé de bore sur un sol carencé peut améliorer les rendements de culture de végétaux (de tournesol par exemple) ou d'arbre (pommiers par exemple).
Des expériences de culture hydroponique contrôlée publiées en 2017 confirment qu'une carence affecte plutôt les racines, alors que l'excès brûle le bord des feuilles plus âgées. Les enzymes antioxydants (dont la superoxyde dismutase (SOD), la peroxydase (POD), la catalase (CAT) et l'ascorbate peroxydase (APX) chutent en cas de déficit en Brome, et aussi - dans une certaine mesure - en cas d'excès B. Le taux de concentration de MDA chute en cas de carence et augmente avec la concentration en Brome. Des fonctions vitales comme la photosynthèse, l'évapotranspiration, la conductance stomatale et les échange gazeux foliaires et le CO2 intercellulaire sont réduites à la fois en cas de carence et d'excès. La teneur en chlorophylle et en caroténoïdes diminue aussi quand il y a carence ou excès en Bore. En raison des enjeux du bore pour les plantes cultivées, c'est l'un des éléments chimiques dont l'écotoxicité dans le sol a été la plus étudiée (en 2017, des études et données scientifiques sur ses doses létales et sublétales dans le sol ont été publiées pour au moins 38 taxons végétaux).
Le bore est toxique pour de nombreuses espèces du sol et dans divers types sols (acides surtout). Certaines espèces (ex Folsomia candida y sont très sensibles. Parmi les vers les espèces enchytrées y semblent les plus sensibles. Chez les plantes globalement les dicotylédones y sont toxicologiquement les plus sensibles, suivies des monocotylédones et des gymnospermes qui en supportent des quantités plus élevées. La sensibilité augmente aussi avec la durée d'exposition et la dose finale. Des points limites tels que la létalité et l'évitement mesurés par certains tests semblent moins importants que les effets sur la reproduction (mesurés par d'autres types de tests).
À la suite des rejets anthropiques liquides et gazeux (Cf. effluents non-traités et combustion du charbon notamment), on a mesuré (à la fin des années 1960 dont au Royaume-Uni) un accroissement du taux de bore des eaux de surface et de cours d'eau qui a ensuite diminué (années 2010 au Royaume-Uni) avec le développement des stations d'épuration et de nouvelles formulations des détergents à partir des années 1990 (perborates remplacé par d'autres agents blanchissants).
Le bore n'est pas considéré comme mutagène ni cancérigène, mais il est soupçonné d'être reprotoxique. L'acide borique a longtemps été utilisé comme « toxique de référence » pour calibrer ou mesurer la sensibilité de tests écotoxicologiques standardisés, mais on lui cherche des alternatives moins préoccupantes pour la santé environnementale.
Certaines régions ont cependant été polluées par les activités humaines, des sols et milieux salinisés, et certaines nappes ou sols de plusieurs régions minières sont naturellement enrichies en bore (comme au sud des États-Unis où la roche-mère affleurante est naturellement riche en bore ou dans certaines régions turques ; de Kirka) ou d'Hisarcik (dans la province de Kutahya) où l'on trouve de 2,05 à 29,00 mg de bore par litre d'eau (4,08 mg/l en moyenne)87, avec dans cette même région une excrétion urinaire humaine variant de 0,04 à 50,70 mg/l de bore (8,30 ± 10,91 mg B/l en moyenne) chez l'adulte.
La toxicité environnementale de ce bore et de celui qui peut être émis dans les milieux (cours d'eau notamment) fait l'objet de quelques études dont pour des plantes (l'excès ou le manque de bore est l'un des premiers problèmes pour la santé des plantes) et insectes ou crustacés (daphnie par exemple) aquatiques. Elles ont montré que les taux environnementaux de bore de certaines régions d'Europe sont proches des niveaux de toxicité pour les insectes aquatiques et d'autres espèces, laissant penser que les introductions anthropiques de bore dans l'environnement peuvent déjà poser problème dans les régions où le taux de bore était naturellement plus élevé et/ou pour les espèces qui y sont le plus sensibles (invertébrés, certaines plantes...). Les eaux d'irrigation trop riches en bore pourraient peut-être à terme poser problème, de même que les cendres issues de la combustion du charbon ou de bois traités au bore, notamment quand ces cendres sont utilisées comme amendements pour le sol. Par exemple sur sol acide amendé avec des cendres de charbon le maïs absorbe et accumulé plus de bore. La taille des particules de cendre influe sur leur capacité à adsorber ou relarguer le bore.
Le bore susceptible de poser des problèmes environnementaux provient notamment de certains détergents, de biocides et ignifugeants du bois, de tissus ou d'isolants thermiques (ouate de cellulose) notamment. Ils posent problème en fin de vie du matériau, et peut-être à la suite des contacts que des oiseaux, chauve-souris ou autres mammifères peuvent avoir avec le matériau traité.
Épuration des eaux potables
À haute dose le bore est un contaminant indésirable des eaux potables et d'irrigation (il est phytotoxique au-delà d'un certain seuil)94. Dans certaines régions (de Turquie ou du sud des États-Unis notamment), les eaux peuvent contenir des quantités élevées de bore, susceptibles de poser des problèmes de toxicité.
L'épuration du bore de l'eau est assez coûteuse, mais techniquement possible, par exemple par électrocoagulation, osmose inverse par exemple ou par des procédés hybrides déjà utilisés pour la dessalinisation (la mer contient une grande partie du bore « terrestre ») utilisant une résine ou d'autres matériaux absorbant sélectivement certains sels (résumé [archive]). Une alternative par bioremédiation par une micro algue (Chlorella) récemment isolée, a été testée et proposée en 2012.
Une méthode moins couteuse pourrait utiliser les propriétés adsorbantes de certaines argiles (naturelles ou modifiées) pour adsorber le bore.
Aliments riches en bore
On trouve du bore principalement dans les légumes-feuilles (chou, laitue, poireau, céleri, etc.), les fruits (sauf ceux du genre citrus), les légumineuses et les noix. Parmi les aliments les plus riches, on compte l'avocat, l’arachide, la prune, le raisin, la poudre de chocolat, le vin et la noix de pécan.
Phrases de risque
Depuis les années 2000, l'acide borique est considéré (par l'Agence européenne des produits chimiques (ECHA) notamment, et par le règlement REACH) comme une « substance hautement préoccupante en raison de ses propriétés reprotoxiques ».
Tout ou partie des dérivés du bore et de l'acide borique en Europe, depuis 2010 sont qualifiés par les phrases de risque suivantes :
- R 60 – Peut altérer la fertilité
- R 61 – Risque pendant la grossesse d’effets néfastes pour l’enfant
- S 45 – En cas d’accident ou de malaise, consulter immédiatement un médecin (si possible lui montrer l’étiquette)
- S 53 – Éviter l’exposition – se procurer des instructions spéciales avant utilisation
- X 02 – Réservé aux utilisateurs professionnels. Attention ! Éviter l’exposition – se procurer des instructions spéciales avant utilisation
Dérivés du bore
Les principaux dérivés commercialisés du bore ou industriellement utilisés sont :
- sels disodiques : Borate de sodium (ou borax anhydre ; diborate de sodium ; tétraborate de sodium) ; n°CAS : 1330-43-4
- Borate de triméthyle (ou Ester triméthylique de l'acide borique ; UN2416) ; n°CAS : 121-43-7
- Oxyde de bore (ou Sesquioxyde de bore; trioxyde de bore ; trioxyde de dibore) ; n°CAS : 303-86-2
- Tribromure de bore (ou Bromure de bore ; UN2692) ; n°CAS : 10294-33-4
- Trichlorure de bore (ou Chlorure de bore ; UN1741) ; n°CAS : 10294-34-5
- Trifluorure de bore (ou Fluorure de bore, UN1008) ; n°CAS : 7637-07-2
- Trifluorure de bore (éthérate) ; n°CAS : 109-63-7
- Borohydrure de sodium (ou Tétrahydroborate de sodium ; UN1426) ; n°CAS : 16940-66-2
- Décaborane (ou UN1868) n°CAS : 17702-41-9
- Diborane (ou Boroéthane ; hydrure de bore ; hexahydrure de dibore ; UN1911) ; n°CAS : 19287-45-7
- Pentaborane (UN1380) n°CAS : 19624-22-7
- Perborate de sodium (ou Peroxyborate de sodium ; peroxoborate de sodium) ; n°CAS : 7632-04-4
- Tétraborate de sodium, décahydraté (ou Biborate de sodium ; diborate de sodium décahydraté ; pyroborate de sodium ; pyroborate de sodium décahydraté ; tétraborate de sodium ; borax) ; n°CAS : 1303-96-4
- Triéthylborane ; n°CAS : 97-94-9